Search Results - "проточная цитофлуориметрия"

Source: Siberian journal of oncology; Том 22, № 2 (2023); 34-42 ; Сибирский онкологический журнал; Том 22, № 2 (2023); 34-42 ; 2312-3168 ; 1814-4861

Subject Terms: иммунохимиотерапия, flow cytometry, LAG-3, minimal residual disease, immunophenotypic prognostic markers, immunochemotherapy, проточная цитофлуориметрия, минимальная остаточная болезнь, иммунофенотипические прогностические маркеры

File Description: application/pdf

Relation: https://www.siboncoj.ru/jour/article/view/2527/1093; Kipps T.J., Stevenson F.K., Wu C.J., Croce C.M., Packham G., Wierda W.G., O’Brien S., Gribben J., Rai K. Chronic lymphocytic leukaemia. Nat Rev Dis Primers. 2017; 3: 1–22. doi:10.1038/nrdp.2016.96.; Chiorazzi N., Rai K.R., Ferrarini M. Chronic lymphocytic leukemia. N Engl J Med. 2005; 352(8): 804–15. doi:10.1056/NEJMra041720.; Yosifov D.Y., Wolf C., Stilgenbauer S., Mertens D. From Biology to Therapy: The CLL Success Story. Hemasphere. 2019; 3(2). doi:10.1097/HS9.0000000000000175.; Кравченко Д.В., Свирновский А.И. Хронический лимфоцитарный лейкоз: клиника, диагностика, лечение. Гомель, 2017. 117 с.; Craig F.E., Foon K.A. Flow cytometric immunophenotyping for hematologic neoplasms. Blood. 2008; 111(8): 3941–67. doi:10.1182/blood-2007-11-120535.; Гуськова Н.К., Селютина О.Н., Новикова И.А., Максимов А.Ю., Ноздричева А.С., Абакумова С.В. Морфологические и иммунофенотипические особенности моноклональной популяции В-лимфоцитов при хроническом лимфолейкозе. Южно-Российский онкологический журнал. 2020; 1(3): 27–35. doi:10.37748/2687-0533-2020-1-3-3.; Rodríguez-Vicente A.E., Díaz M.G., Hernández-Rivas J.M. Chronic lymphocytic leukemia: a clinical and molecular heterogenous disease. Cancer Genet. 2013; 206(3): 49–62. doi:10.1016/j.cancergen.2013.01.003.; Eichhorst B., Robak T., Montserrat E., Ghia P., Niemann C.U., Kater A.P., Gregor M., Cymbalista F., Buske C., Hillmen P., Hallek M., Mey U.; ESMO Guidelines Committee. Chronic lymphocytic leukaemia: ESMO Clinical Practice Guidelines for diagnosis, treatment and follow-up. Ann Oncol. 2021; 32(1): 23–33. doi:10.1016/j.annonc.2020.09.019.; Baliakas P., Mattsson M., Stamatopoulos K., Rosenquist R. Prognostic indices in chronic lymphocytic leukaemia: where do we stand how do we proceed? J Intern Med. 2016; 279(4): 347–57. doi:10.1111/joim.12455.; Brown J.R., Hillmen P., O’Brien S., Barrientos J.C., Reddy N.M., Coutre S.E., Tam C.S., Mulligan S.P., Jaeger U., Barr P.M., Furman R.R., Kipps T.J., Cymbalista F., Thornton P., Caligaris-Cappio F., Delgado J., Montillo M., DeVos S., Moreno C., Pagel J.M., Munir T., Burger J.A., Chung D., Lin J., Gau L., Chang B., Cole G., Hsu E., James D.F., Byrd J.C. Extended follow-up and impact of high-risk prognostic factors from the phase 3 RESONATE study in patients with previously treated CLL/SLL. Leukemia. 2018; 32(1): 83–91. doi:10.1038/leu.2017.175.; Taghiloo S., Allahmoradi E., Ebadi R., Tehrani M., HosseiniKhah Z., Janbabaei G., Shekarriz R., Asgarian-Omran H. Upregulation of Galectin-9 and PD-L1 Immune Checkpoints Molecules in Patients with Chronic Lymphocytic Leukemia. Asian Pac J Cancer Prev. 2017; 18(8): 2269–74. doi:10.22034/APJCP.2017.18.8.2269.; Mohammed Basabaeen A.A., Abdelgader E.A., Babekir E.A., Abdelrahim S.O., Eltayeb N.H., Altayeb O.A., Fadul E.A., Sabo A., Ibrahim I.K. TP53 Gene 72 Arg/Pro (rs1042522) Single Nucleotide Polymorphism Contribute to Increase the Risk of B-Chronic Lymphocytic Leukemia in the Sudanese Population. Asian Pac J Cancer Prev. 2019; 20(5): 1579–85. doi:10.31557/APJCP.2019.20.5.1579.; Joshi N.S., Cui W., Chandele A., Lee H.K., Urso D.R., Hagman J., Gapin L., Kaech S.M. Inflammation directs memory precursor and short-lived efector CD8(+) T cell fates via the graded expression of Tbet transcription factor. Immunity. 2007; 27(2): 281–95. doi:10.1016/j.immuni.2007.07.010.; Fischer K., Bahlo J., Fink A.M., Goede V., Herling C.D., Cramer P., Langerbeins P., von Tresckow J., Engelke A., Maurer C., Kovacs G., Herling M., Tausch E., Kreuzer K.A., Eichhorst B., Böttcher S., Seymour J.F., Ghia P., Marlton P., Kneba M., Wendtner C.M., Döhner H., Stilgenbauer S., Hallek M. Long-term remissions after FCR chemoimmunotherapy in previously untreated patients with CLL: updated results of the CLL8 trial. Blood. 2016; 127(2): 208–15. doi:10.1182/blood-2015-06-651125.; Fischer K., Cramer P., Busch R., Böttcher S., Bahlo J., Schubert J., Pfüger K.H., Schott S., Goede V., Isfort S., von Tresckow J., Fink A.M., Bühler A., Winkler D., Kreuzer K.A., Staib P., Ritgen M., Kneba M., Döhner H., Eichhorst B.F., Hallek M., Stilgenbauer S., Wendtner C.M. Bendamustine in combination with rituximab for previously untreated patients with chronic lymphocytic leukemia: a multicenter phase II trial of the German Chronic Lymphocytic Leukemia Study Group. J Clin Oncol. 2012; 30(26): 3209–16. doi:10.1200/JCO.2011.39.2688.; Eichhorst B., Fink A.M., Bahlo J., Busch R., Kovacs G., Maurer C., Lange E., Köppler H., Kiehl M., Sökler M., Schlag R., Vehling-Kaiser U., Köchling G., Plöger C., Gregor M., Plesner T., Trneny M., Fischer K., Döhner H., Kneba M., Wendtner C.M., Klapper W., Kreuzer K.A., Stilgenbauer S., Böttcher S., Hallek M.; international group of investigators; German CLL Study Group (GCLLSG). First-line chemoimmunotherapy with bendamustine and rituximab versus fludarabine, cyclophosphamide, and rituximab in patients with advanced chronic lymphocytic leukaemia (CLL10): an international, open-label, randomised, phase 3, non-inferiority trial. Lancet Oncol. 2016; 17(7): 928–42. doi:10.1016/S1470-2045(16)30051-1.; Al-Sawaf O., Hallek M., Fischer K. The role of minimal residual disease in chronic lymphocytic leukemia. Clin Adv Hematol Oncol. 2022; 20(2): 97–103.; Böttcher S., Ritgen M., Fischer K., Stilgenbauer S., Busch R.M., Fingerle-Rowson G., Fink A.M., Bühler A., Zenz T., Wenger M.K., Men-dila M., Wendtner C.M., Eichhorst B.F., Döhner H., Hallek M.J., Kneba M. Minimal residual disease quantifcation is an independent predictor of progression-free and overall survival in chronic lymphocytic leukemia: a multivariate analysis from the randomized GCLLSG CLL8 trial. J Clin Oncol. 2012; 30(9): 980–8. doi:10.1200/JCO.2011.36.9348.; Goede V., Fischer K., Busch R., Engelke A., Eichhorst B., Wendtner C.M., Chagorova T., de la Serna J., Dilhuydy M.S., Illmer T., Opat S., Owen C.J., Samoylova O., Kreuzer K.A., Stilgenbauer S., Döhner H., Langerak A.W., Ritgen M., Kneba M., Asikanius E., Humphrey K., Wenger M., Hallek M. Obinutuzumab plus chlorambucil in patients with CLL and coexisting conditions. N Engl J Med. 2014; 370(12): 1101–10. doi:10.1056/NEJMoa1313984.; Kovacs G., Robrecht S., Fink A.M., Bahlo J., Cramer P., von Tresckow J., Maurer C., Langerbeins P., Fingerle-Rowson G., Ritgen M., Kneba M., Döhner H., Stilgenbauer S., Klapper W., Wendtner C.M., Fischer K., Hallek M., Eichhorst B., Böttcher S. Minimal Residual Disease Assessment Improves Prediction of Outcome in Patients With Chronic Lymphocytic Leukemia (CLL) Who Achieve Partial Response: Comprehensive Analysis of Two Phase III Studies of the German CLL Study Group. J Clin Oncol. 2016; 34(31): 3758–65. doi:10.1200/JCO.2016.67.1305.; Dimier N., Delmar P., Ward C., Morariu-Zamfr R., Fingerle-Rowson G., Bahlo J., Fischer K., Eichhorst B., Goede V., van Dongen J.J.M., Ritgen M., Böttcher S., Langerak A.W., Kneba M., Hallek M. A model for predicting efect of treatment on progression-free survival using MRD as a surrogate end point in CLL. Blood. 2018; 131(9): 955–62. doi:10.1182/blood-2017-06-792333.; Molica S., Giannarelli D., Montserrat E. Minimal Residual Disease and Survival Outcomes in Patients With Chronic Lymphocytic Leukemia: A Systematic Review and Meta-analysis. Clin Lymphoma Myeloma Leuk. 2019; 19(7): 423–30. doi:10.1016/j.clml.2019.03.014.; Huard B., Tournier M., Hercend T., Triebel F., Faure F. Lymphocyte-activation gene 3/major histocompatibility complex class II interaction modulates the antigenic response of CD4+ T lymphocytes. Eur J Immunol. 1994; 24(12): 3216–21. doi:10.1002/eji.1830241246.; Shapiro M., Herishanu Y., Katz B.Z., Dezorella N., Sun C., Kay S., Polliack A., Avivi I., Wiestner A., Perry C. Lymphocyte activation gene 3: a novel therapeutic target in chronic lymphocytic leukemia. Haematologica. 2017; 102(5): 874–82. doi:10.3324/haematol.2016.148965.; Kotaskova J., Tichy B., Trbusek M., Francova H.S., Kabathova J., Malcikova J., Doubek M., Brychtova Y., Mayer J., Pospisilova S. High expression of lymphocyte-activation gene 3 (LAG3) in chronic lymphocytic leukemia cells is associated with unmutated immunoglobulin variable heavy chain region (IGHV) gene and reduced treatment-free survival. J Mol Diagn. 2010; 12(3): 328–34. doi:10.2353/jmoldx.2010.090100.; Никитин Е.А., Бялик Т.Е., Зарицкий А.Ю., Исебер Л., Капланов К.Д., Лопаткина Т.Н., Луговская С.А., Мухортова О.В., Османов Е.А., Поддубная И.В., Самойлова О.С., Стадник Е.А., Фалалеева Н.А., Байков В.В., Ковригина А.М., Невольских А.А., Иванов С.А., Хайлова Ж.В., Геворкян Т.Г. Хронический лимфоцитарный лейкоз/лимфома из малых лимфоцитов. Клинические рекомендации. Современная Онкология. 2020; 22(3): 24–44. doi:10.26442/18151434.2020.3.200385.; Rawstron A.C., Villamor N., Ritgen M., Böttcher S., Ghia P., Zehnder J.L., Lozanski G., Colomer D., Moreno C., Geuna M., Evans P.A., Natkunam Y., Coutre S.E., Avery E.D., Rassenti L.Z., Kipps T.J., CaligarisCappio F., Kneba M., Byrd J.C., Hallek M.J., Montserrat E., Hillmen P. International standardized approach for fow cytometric residual disease monitoring in chronic lymphocytic leukaemia. Leukemia. 2007; 21(5): 956–64. doi:10.1038/sj.leu.2404584.; Кит О.И., Тимофеева С.В., Ситковская А.О., Новикова И.А., Колесников Е.Н. Биобанк ФГБУ «НМИЦ онкологии» Минздрава России как ресурс для проведения исследований в области персонифицированной медицины. Современная онкология. 2022; 24(1): 6–11. doi:10.26442/18151434.2022.1.201384.; Wierz M., Pierson S., Guyonnet L., Viry E., Lequeux A., Oudin A., Niclou S.P., Ollert M., Berchem G., Janji B., Guérin C., Paggetti J., Moussay E. Dual PD1/LAG3 immune checkpoint blockade limits tumor development in a murine model of chronic lymphocytic leukemia. Blood. 2018; 131(14): 1617–21. doi:10.1182/blood-2017-06-792267.; Sordo-Bahamonde C., Lorenzo-Herrero S., González-Rodríguez A.P., Payer Á.R., González-García E., López-Soto A., Gonzalez S. LAG-3 Blockade with Relatlimab (BMS-986016) Restores Anti-Leukemic Responses in Chronic Lymphocytic Leukemia. Cancers (Basel). 2021; 13(9): 2112. doi:10.3390/cancers13092112.; Woo S.R., Turnis M.E., Goldberg M.V., Bankoti J., Selby M., Nirschl C.J., Bettini M.L., Gravano D.M., Vogel P., Liu C.L., Tangsombatvisit S., Grosso J.F., Netto G., Smeltzer M.P., Chaux A., Utz P.J., Workman C.J., Pardoll D.M., Korman A.J., Drake C.G., Vignali D.A. Immune inhibitory molecules LAG-3 and PD-1 synergistically regulate T-cell function to promote tumoral immune escape. Cancer Res. 2012; 72(4): 917–27. doi:10.1158/0008-5472.CAN-11-1620.; Grosso J.F., Kelleher C.C., Harris T.J., Maris C.H., Hipkiss E.L., De Marzo A., Anders R., Netto G., Getnet D., Bruno T.C., Goldberg M.V., Pardoll D.M., Drake C.G. LAG-3 regulates CD8+ T cell accumulation and efector function in murine self- and tumor-tolerance systems. J Clin Invest. 2007; 117(11): 3383–92. doi:10.1172/JCI31184.; Qi Y., Chen L., Liu Q., Kong X., Fang Y., Wang J. Research Progress Concerning Dual Blockade of Lymphocyte-Activation Gene 3 and Programmed Death-1/Programmed Death-1 Ligand-1 Blockade in Cancer Immunotherapy: Preclinical and Clinical Evidence of This Potentially More Efective Immunotherapy Strategy. Front Immunol. 2021; 11. doi:10.3389/fmmu.2020.563258.; Liu D. Cancer biomarkers for targeted therapy. Biomark Res. 2019; 7: 25. doi:10.1186/s40364-019-0178-7.; Grzywnowicz M., Karabon L., Karczmarczyk A., Zajac M., Skorka K., Zaleska J., Wlasiuk P., Chocholska S., Tomczak W., BojarskaJunak A., Dmoszynska A., Frydecka I., Giannopoulos K. The function of a novel immunophenotype candidate molecule PD-1 in chronic lymphocytic leukemia. Leuk Lymphoma. 2015; 56(10): 2908–13. doi:10.3109/10428194.2015.1017820.; Li M., Sun X.H., Zhu X.J., Jin S.G., Zeng Z.J., Zhou Z.H., Yu Z., Gao Y.Q. HBcAg induces PD-1 upregulation on CD4+T cells through activation of JNK, ERK and PI3K/AKT pathways in chronic hepatitisB-infected patients. Lab Invest. 2012; 92(2): 295–304. doi:10.1038/labinvest.2011.157.; McClanahan F., Riches J.C., Miller S., Day W.P., Kotsiou E., Neuberg D., Croce C.M., Capasso M., Gribben J.G. Mechanisms of PDL1/PD-1-mediated CD8 T-cell dysfunction in the context of aging-related immune defects in the Eµ-TCL1 CLL mouse model. Blood. 2015; 126(2): 212–21. doi:10.1182/blood-2015-02-626754.; Ramsay A.G., Clear A.J., Fatah R., Gribben J.G. Multiple inhibitory ligands induce impaired T-cell immunologic synapse function in chronic lymphocytic leukemia that can be blocked with lenalidomide: establishing a reversible immune evasion mechanism in human cancer. Blood. 2012; 120(7): 1412–21. doi:10.1182/blood-2012-02-411678.; Табаков Д.В., Заботина Т.Н., Чантурия Н.В., Захарова Е.Н., Воротников И.К., Сельчук В.Ю., Соколовский В.В., Петровский А.В. Взаимосвязь экспрессии GITR, Lag-3 и PD-1 с основными показателями системного и локального иммунитета у больных раком молочной железы. Современная онкология. 2021; 23(3): 457–65. doi:10.26442/18151434.2021.3.200809.; Wang Q., Zhang J., Tu H., Liang D., Chang D.W., Ye Y., Wu X. Soluble immune checkpoint-related proteins as predictors of tumor recurrence, survival, and T cell phenotypes in clear cell renal cell carcinoma patients. J Immunother Cancer. 2019; 7(1): 334. doi:10.1186/s40425-019-0810-y.; He Y., Wang Y., Zhao S., Zhao C., Zhou C., Hirsch F.R. sLAG-3 in non-small-cell lung cancer patients’ serum. Onco Targets Ther. 2018; 11: 4781–4. doi:10.2147/OTT.S164178.; Eichhorst B., Fink A.M., Busch R., Kovacs G., Maurer C., Lange E., Köppler H., Kiehl M.G., Soekler M., Schlag R., Vehling-Kaiser U., Köchling G.R.A., Plöger C., Gregor M., Plesner T., Trneny M., Fischer K., Döhner H., Kneba M., Wendtner C.M., Klapper W., Kreuzer K.A., Stilgenbauer S., Böttcher S., Hallek M. Frontline chemoimmunotherapy with fudarabine (F), cyclophosphamide (C), and rituximab (R) (FCR) shows superior efcacy in comparison to bendamustine (B) and rituximab (BR) in previously untreated and physically ft patients (pts) with advanced chronic lymphocytic leukemia (CLL): Final analysis of an international, randomized study of the German CLL Study Group (GCLLSG) (CLL10 study). Blood. 2014; 124 (21): 19. doi:10.1182/blood.V124.21.19.19.; https://www.siboncoj.ru/jour/article/view/2527

Availability: https://www.siboncoj.ru/jour/article/view/2527
https://doi.org/10.21294/1814-4861-2023-22-2-34-42

View record from BASE

4

Academic Journal

Роль TGF-β1/PI3K/Akt опосредованного сигнального пути в прогрессировании эстроген-позитивного рака молочной железы

Authors: Дронова, Татьяна Анатольевна, Бабышкина, Наталия Николаевна, Вторушин, Сергей Владимирович, Чердынцева, Надежда Викторовна

Source: Вестник Томского государственного университета. Биология. 2025. № 69. С. 76-82

Subject Terms: эстроген-позитивный рак молочной железы, проточная цитофлуориметрия, тамоксифен, молекулярно-генетические маркеры

File Description: application/pdf

Relation: koha:001154765; https://vital.lib.tsu.ru/vital/access/manager/Repository/koha:001154765

Availability: https://doi.org/10.17223/19988591/69/9
https://vital.lib.tsu.ru/vital/access/manager/Repository/koha:001154765

View record from BASE

5

Academic Journal

Analysis of the state of immunity in patients with chronic gastritis infected with Helicobacter pylori ; Анализ состояния иммунитета у инфицированных Helicobacter pylori больных хроническим гастритом

Authors: Mokhonova E.V., Lapin V.A., Melentiev D.A., Novikov D.V., Neumoina N.V., Perfilova K.M., Neumoina M.V., Troshina T.A., Shutova I.V., Novikov V.V.

Contributors: I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific and Research Institute of Epidemiology and Microbiology, Nizhny Novgorod, Russian Federation, ФБУН "Нижегородский научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии имени академика И.Н. Блохиной" Роспотребнадзора

Source: Russian Journal of Infection and Immunity; Vol 12, No 2 (2022); 306-314 ; Инфекция и иммунитет; Vol 12, No 2 (2022); 306-314 ; 2313-7398 ; 2220-7619

Subject Terms: Helicobacter pylori, chronic gastritis, lymphocytes, flow cytofluorimetry, RT-PCR, mRNA, хронический гастрит, лимфоциты, проточная цитофлуориметрия, ОТ-ПЦР, мРНК

File Description: application/pdf

Availability: https://iimmun.ru/iimm/article/view/1725
https://doi.org/10.15789/2220-7619-AOT-1725

View record from BASE

6

Academic Journal

Activation of T-helper in vitro under the Influence of Yersinia pestis Antigens in People Vaccinated against the Plague ; Активация in vitro Тхелперов под влиянием антигенов Yersinia pestis у людей, вакцинированных против чумы

Authors: V. A. Kozhevnikov, A. L. Kravtsov, O. M. Kudryavtseva, T. N. Kashtanova, S. A. Bugorkova, В. А. Кожевников, А. Л. Кравцов, О. М. Кудрявцева, Т. Н. Каштанова, С. А. Бугоркова

Source: Epidemiology and Vaccinal Prevention; Том 21, № 5 (2022); 58-63 ; Эпидемиология и Вакцинопрофилактика; Том 21, № 5 (2022); 58-63 ; 2619-0494 ; 2073-3046

Subject Terms: проточная цитофлуориметрия, immunological efficacy, flow cytofluorimetry, иммунологическая эффективность

File Description: application/pdf

Relation: https://www.epidemvac.ru/jour/article/view/1675/877; Silva M.T., Restana N.T. The in vivo life of facultative intracellular bacterial parasites: role in pathogenesis. Immunobiology 2013; 218(3):325–337. https://doi.org/10.1016/j.imbio.2012.05.0112.; Куличенко А. Н., Абзаева Н. В., Гостищева С. Е. и др. Использование антигенспецифических клеточных тестов in vitro для оценки формирования поствакцинального противочумного иммунитета. Инфекция и иммунитет. 2017; 7(2): 203–8. DOI:10.15789/2220-7619-2017-2-203-208; Богачёва Н. В., Крючков А. В., Дармов И. В. и др. Экспериментальная оценка методом проточной цитофлуориметрии уровня клеточной иммунологической памяти у лиц, вакцинированных против чумы и сибирской язвы. Клин. лаб. Диагностика. 2013;11:48–53.; Бугоркова С. А., Щуковская Т. Н., Микшис Н. И. и др. Комплексное иммунологическое исследование вакцинированных живой чумной вакциной лиц, проживающих на территории Прикаспийского песчаного очага чумы в Республике Калмыкия. Эпидемиология и вакцинопрофилактика. 2018;17(3):38–50. DOI:10.31631/20733046-2018-17-3-38-505.; Дятлов И. И., Фирстова В. В., Бондаренко Н. Л. И др. Стратегия оценки поствакцинального иммунитета против чумы и туляремии. Аллергология и иммунология. 2016;17(2):112–4.; Вolton D., Roederer M. Flow cytometry and the future of vaccine development. Expert Rev. Vaccines. 2009;8(6):779–789.; Кравцов А. Л., Шмелькова Т. П., Клюева С. Н., Смолькова Е. А. Применение проточной цитометрии при разработке вакцин против особо опасных инфекций: современные достижения и перспективы. Эпидемиол. и Вакцинопрофил., 2011;4(59):53–60.; Дубровина В. И., Корытов К. М., Пятидесятникова А. Б. и др. Опыт применения комплексного антигенногопроба для оценки выраженности специфического противочумного ответа. Acta biomedica scientifica.2021;6(2):41–46. doi:10.29413/ABS.2021-6.2.4; Firstova V.V., Tyurin E.A., Kravchenko T.B., et al. The in vitro evaluation of anti-plague cellular immunity by quantitative analysis of IFN-Ƴ synthesis and the appearance of activation molecules on the surface of T-helper cells. In: Almeida A.M.P. and Leal N.C., editors. Advances in Yersinia Research. Advances in Experimental Medicine and Biology 954. Springer Science + Business Media New York; 2012. P. 173–7. DOI 10.1007/978-1-4614-3561-7_22; Leal E.A., Moreira J.D., Nunes F.F., et al. Humoral and cellular immune response of mice challenged with Yersinia pestis antigenic preparations. Braz. J. Infec. Diseases. 2017;21(6):620–6. DOI:10.1016/j.bjid.2017.09.001; Direct Immunofluorescence Staining of Whole Blood using a Lyse/No-Wash Procedure. BD Bioscience Resources and Tools. Доступно на: https://www.bdbioscience.com/en-us/resources/protocols/stain-lyse-no-wash.; Vera E.J., Chew Y.V., Nicholson L., et al. Standartization of flow cytometry for whole blood immunophenotyping of islet transplant and transplant clinical trail recipients. PLoS ONE.2019; 22;14(5):e0217163. https://doi.org/10.1371/journal pone.021716313.; Макарова В. Г., Устинова О. Ю., Долгих О. В., Загумённых А. Д. Иммунологический профиль и состояние поствакцинального иммунитета к инфекциям, управляемым средствами иммунопрофилактики у детей в условиях комбинированной аэрогенной экспозиции химическими веществами техногенного происхождения. Здоровье населения и среда обитания.2013;11(248):27–29.; https://www.epidemvac.ru/jour/article/view/1675

Availability: https://www.epidemvac.ru/jour/article/view/1675
https://doi.org/10.31631/2073-3046-2022-21-5-58-63

View record from BASE

7

Academic Journal

Detection of intracellular silver nanoparticles using flow cytometry

Source: ZHurnal «Patologicheskaia fiziologiia i eksperimental`naia terapiia». :223-226

Subject Terms: 0301 basic medicine, 0303 health sciences, 03 medical and health sciences, silver nanoparticles, наночастицы серебра, flow cytometry, проточная цитофлуориметрия

8

Academic Journal

Comparative Analysis of the Immunogenic Activity of the Plague Vaccine Depending on the Growing Medium ; Сравнительный анализ иммуногенной активности чумной вакцины в зависимости от среды выращивания

Authors: S. E. Gostishcheva, N. V. Abzaeva, E. L. Rakitina, D. G. Ponomarenko, M. V. Kostyuchenko, L. S. Katunina, O. V. Logvinenko, G. F. Ivanova, A. A. Kurilova, С. Е. Гостищева, Н. В. Абзаева, Е. Л. Ракитина, Д. Г. Пономаренко, М. В. Костюченко, Л. С. Катунина, О. В. Логвиненко, Г. Ф. Иванова, А. А. Курилова

Source: Problems of Particularly Dangerous Infections; № 2 (2021); 148-151 ; Проблемы особо опасных инфекций; № 2 (2021); 148-151 ; 2658-719X ; 0370-1069

Subject Terms: гидролизат кукурузного экстракта сгущенного, live plague vaccine, anti-plague immunity, flow cytometry, lymphocyte activation marker, hydrolysate of condensed corn extract, вакцина чумная живая, противочумный иммунитет, проточная цитофлуориметрия, маркер активации лимфоцитов

File Description: application/pdf

Relation: https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1507/1222; Микшис Н.И., Кутырев В.В. Современное состояние проблемы разработки вакцин для специфической профилактики чумы. Проблемы особо опасных инфекций. 2019; 1:50–63. DOI:10.21055/0370-1069-2019-1-50-63.; Гостищева С.Е., Катунина Л.С., Курилова А.А., Абзаева Н.В., Ковтун Ю.С., Жаринова Н.В., Коняева О.А., Жилченко Е.Б., Куличенко А.Н. Применение плотной питательной среды на основе гидролизата кукурузного экстракта сгущенного в производстве вакцины чумной живой и для хранения штаммов чумного микроба. Проблемы особо опасных инфекций. 2018; 1:75–8. DOI:10.21055/0370-1069-2018-1-75-78.; Фармакопейная статья предприятия ФСП 2-8654-07 ЛСР-005759/08-220708 «Вакцина чумная живая, лиофилизат для приготовления суспензии для инъекций, накожного скарификационного нанесения и ингаляций». Ставрополь; 2007. 7 с.; Апарин Г.П., Вершинина Т.И. Методические рекомендации по определению степени иммуногенности авирулентных штаммов чумного микроба для белых мышей. Иркутск; 1984. 8 с.; Рыжикова С.Л., Дружинина Ю.Г., Рябичева Т.Г., Рукавишников М.Ю., Вараксин Н.А. Продукция цитокинов клетками крови как показатель напряженности поствакцинального клеточного иммунитета. Цитокины и воспаление. 2009; 8(1):57–61.; Li B., Du C., Zhou L., Bi Y., Wang X., Wen L., Guo Z., Song Z., Yang R. Humoral and cellular immune responses to Yersinia pestis infection in long-term recovered plague patients. Clin. Vaccine Immunol. 2012; 19(2):228–34. DOI:10.1128/CVI.05559-11.; Amedei A., Niccolai E., Marino L., D’Elios M.М. Role of immune response in Yersinia pestis infection. J. Infect. Dev. Ctries. 2011; 5(9):628–39. DOI:10.3855/jidc.1999.; Гостищева С.Е., Абзаева Н.В., Ракитина Е.Л., Пономаренко Д.Г., Костюченко М.В., Логвиненко О.В., Куличенко А.Н. Перспективный подход к оценке качества вакцины чумной живой по показателю иммуногенности. Эпидемиология и вакцинопрофилактика. 2019; 18(1):50–4. DOI:10.31631/2073-3046-2019-18-1-50-54.; Aghaeepour N., Finak G., FlowCAP Consortium, DREAM Consortium, Hoos H., Mosmann T.R., Brinkman R., Gottardo R., Scheuermann R.H. Critical assessment of automated flow cytometry data analysis techniques. Nat. Methods. 2013; 10(3):228–38. DOI:10.1038/nmeth.2365.; Афанасьев Е.Н., Таран И.Ф., Тюменцева И.С. Антигенная структура бруцелл. Сообщение I. Сравнительная оценка методов выделения водорастворимых антигенов бруцелл. Ставрополь; 1986. 16 с.; https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1507

Availability: https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1507
https://doi.org/10.21055/0370-1069-2021-2-148-151

View record from BASE

9

Academic Journal

Flow cytofluorimetric detection and immunophenotyping of platelet-monocyte complexes in peripheral blood ; Определение и имунофенотипирование тромбоцитарно-моноцитарных комплексов в периферической крови с помощью проточной цитофлуорометрии

Authors: O. V. Pavlov, S. V. Chepanov, A. V. Selutin, M. S. Zainulina, D. R. Eremeeva, S. A. Selkov, О. В. Павлов, С В. Чепанов, А. В. Селютин, М. С. Зайнулина, Д. Р. Еремеева, С. А. Сельков

Source: Medical Immunology (Russia); Том 23, № 2 (2021); 401-410 ; Медицинская иммунология; Том 23, № 2 (2021); 401-410 ; 2313-741X ; 1563-0625

Subject Terms: проточная цитофлуориметрия, platelets, monocytes, peripheral blood, immunophenotyping, flow cytofluorimetry, тромбоциты, моноциты, периферическая кровь, иммунофенотипирование

File Description: application/pdf

Relation: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/2124/1383; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2124/6925; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2124/6926; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2124/6927; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2124/6928; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2124/6929; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2124/6930; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2124/6931; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2124/6932; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2124/6942; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2124/6943; Aleva F.E., Temba G., de Mast Q., Simons S.O., de Groot P.G., Heijdra Y.F., van der Ven A. Increased plateletmonocyte interaction in stable COPD in the absence of platelet hyper-reactivity. Respiration, 2018, Vol. 95, no. 1, pp. 35-43.; Allen N., Barrett T.J., Guo Y., Nardi M., Ramkhelawon B., Rockman C.B., Hochman J.S., Berger J.S. Circulating monocyte-platelet aggregates are a robust marker of platelet activity in cardiovascular disease. Atherosclerosis, 2019, Vol. 282, pp. 11-18.; Dopheide J.F., Rubrech J., Trumpp A., Geissler P., Zeller G.C., Bock K., Dunschede F., Trinh T.T., Dorweiler B., Munzel T., Radsak M.P., Espinola-Klein C. Leukocyte-platelet aggregates-a phenotypic characterization of different stages of peripheral arterial disease. Platelets, 2016, Vol. 27, no. 7, pp. 658-667.; Finsterbusch M., Schrottmaier W.C., Kral-Pointner J.B., Salzmann M., Assinger A. Measuring and interpreting platelet-leukocyte aggregates. Platelets, 2018, Vol. 29, no. 7, pp. 677-685.; Freedman J.E., Loscalzo J. Platelet-monocyte aggregates: bridging thrombosis and inflammation. Circulation, 2002, Vol. 105, no. 18, pp. 2130-2132.; Gerrits A.J., Frelinger A.L. 3rd, Michelson A.D. Whole blood analysis of leukocyte-platelet aggregates. Curr. Protoc. Cytom., 2016, Vol. 78, pp. 6.15.1-6.15.10.; Granja T., Schad J., Schussel P., Fischer C., Haberle H., Rosenberger P., Straub A. Using six-colour flow cytometry to analyse the activation and interaction of platelets and leukocytes – a new assay suitable for bench and bedside conditions. Thromb. Res., 2015, Vol. 136, no. 4, pp. 786-796.; Harding S.A., Din J.N., Sarma J., Jessop A., Weatherall M., Fox K.A., Newby D.E. Flow cytometric analysis of circulating platelet-monocyte aggregates in whole blood: methodological considerations.Thromb. Haemost., 2007, Vol. 98, no. 2, pp. 451-456.; Hermann A., Rauch B.H., Braun M., Schror K., Weber A.A. Platelet CD40 ligand (CD40L)-subcellular localization, regulation of expression, and inhibition by clopidogrel. Platelets, 2001, Vol. 12, no. 2, pp. 74-82.; Joseph J.E., Harrison P., Mackie I.J., Isenberg D.A., Machin S.J. Increased circulating platelet-leucocyte complexes and platelet activation in patients with antiphospholipid syndrome, systemic lupus erythematosus and rheumatoid arthritis. Br. J. Haematol., 2001, Vol. 115, no. 2, pp. 451-459.; Kullaya V., van der Ven A., Mpagama S., Mmbaga B.T., de Groot P., Kibiki G., de Mast Q. Platelet-monocyte interaction in Mycobacterium tuberculosis infection. Tuberculosis, 2018, Vol. 111, pp. 86-93.; Loguinova M., Pinegina N., Kogan V., Vagida M., Arakelyan A., Shpektor A., Margolis L., Vasilieva E. Monocytes of different subsets in complexes with platelets in patients with myocardial infarction. Thromb. Haemost., 2018, Vol. 118, no. 11, pp. 1969-1981.; Macey M.G., Bevan S., Alam S., Verghese L., Agrawal S., Beski S., Thuraisingham R., MacCallum P.K. Platelet activation and endogenous thrombin potential in pre-eclampsia. Thromb. Res., 2010, Vol. 125, no. 3, pp. e76-e81.; McEver R.P., Selectins: lectins that initiate cell adhesion under flow. Curr. Opin. Cell Biol., 2002, Vol. 14, no. 5, pp. 581-586.; Michelson A.D., Barnard M.R., Krueger L.A., Valeri C.R., Furman M.I. Circulating monocyte-platelet aggregates are a more sensitive marker of in vivo platelet activation than platelet surface P-selectin: studies in baboons, human coronary intervention, and human acute myocardial infarction. Circulation, 2001, Vol. 104, no. 13, pp. 1533-1537.; Passacquale G., Vamadevan P., Pereira L., Hamid C., Corrigall V., Ferro A. Monocyte-platelet interaction induces a pro-inflammatory phenotype in circulating monocytes. PLoS ONE, 2011, Vol. 6, no. 10, e25595. doi:10.1371/journal.pone.0025595.; Shantsila E., Lip G.Y. The role of monocytes in thrombotic disorders. Insights from tissue factor, monocyteplatelet aggregates and novel mechanisms. Thromb. Haemost., 2009, Vol. 102, no. 5, pp. 916-924.; Serebryanaya N.B., Shanin S.N., Fomicheva E.E., Yakutseni P.P. Blood platelets as activators and regulators of inflammatory and immune reactions. Part 2. Thrombocytes as participants of immune reactions. Medical Immunology (Russia), 2019, Vol. 21, no. 1, pp. 9-20. doi:10.15789/1563-0625-2019-1-9-20.; Ziegler-Heitbrock L., Ancuta P., Crowe S., Dalod M., Grau V., Hart D.N., Leenen P.J., Liu Y.J., MacPherson G., Randolph G.J., Scherberich J., Schmitz J., Shortman K., Sozzani S., Strobl H., Zembala M., Austyn J.M., Lutz M.B. Nomenclature of monocytes and dendritic cells in blood. Blood, 2010, Vol. 116, no. 16, pp. e74-e80.; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/2124

Availability: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/2124
https://doi.org/10.15789/1563-0625-FCD-2124

View record from BASE

10

Academic Journal

Identification of T and В lymphocytes in chickens and their subpopulations byflowcytofluorometric analysis using flow cytometer BD FACSVerse™

Authors: M. A. Volkova, Ir. A. Chvala

Source: Ветеринария сегодня, Vol 0, Iss 2, Pp 37-43 (2018)

Subject Terms: проточная цитофлуориметрия, иммунофенотипирование лимфоцитов кур, Veterinary medicine, SF600-1100

File Description: electronic resource

Relation: https://veterinary.arriah.ru/jour/article/view/193; https://doaj.org/toc/2304-196X; https://doaj.org/toc/2658-6959

Access URL: https://doaj.org/article/96ef05b3e001428eb9a444b214c15912

View record in DOAJ Full Text Finder

11

Academic Journal

Experimental Research of the Influence of Immunomodulators on Efficiency Using of Brucellosis Living Dry Vaccine

Authors: N. V. Bogacheva, V. Y. Okhapkina, N. V. Pyatkova, A. K. Fedotov, A. S. Kucherenko

Source: Эпидемиология и вакцинопрофилактика, Vol 15, Iss 2, Pp 84-92 (2016)

Access URL: https://www.epidemvac.ru/jour/article/download/154/155
https://doaj.org/article/f6c4d2ae9cc446d28aaa07fa16e15c32
https://cyberleninka.ru/article/n/eksperimentalnoe-izuchenie-vliyaniya-immunomodulyatorov-na-effektivnost-primeneniya-vaktsiny-brutselleznoy-zhivoy-suhoy
https://www.epidemvac.ru/jour/article/download/154/155
https://cyberleninka.ru/article/n/eksperimentalnoe-izuchenie-vliyaniya-immunomodulyatorov-na-effektivnost-primeneniya-vaktsiny-brutselleznoy-zhivoy-suhoy/pdf
https://www.epidemvac.ru/jour/article/view/154/155

View record at OpenAIRE Full Text Finder

12

Academic Journal

Perspectives approach to the assessment of the quality of the vaccine plague live in terms of immunogenicity. Epidemiology and Vaccinal Prevention ; Перспективный подход к оценке качества вакцины чумной живой по показателю иммуногенности

Authors: S. E. Gostischeva, N. V. Abzaeva, E. L. Rakitina, D. G. Ponomarenko, M. V. Kostuchenko, O. V. Logvinenko, A. N. Kulichenko, С. Е. Гостищева, Н. В. Абзаева, Е. Л. Ракитина, Д. Г. Пономаренко, М. В. Костюченко, О. В. Логвиненко, А. Н. Куличенко

Source: Epidemiology and Vaccinal Prevention; Том 18, № 1 (2019); 50-54 ; Эпидемиология и Вакцинопрофилактика; Том 18, № 1 (2019); 50-54 ; 2619-0494 ; 2073-3046 ; 10.31631/2073-3046-2019-18-1

Subject Terms: комплекс водорастворимых антигенов Yersinia pestis, immunity against plague, flowing tsitofluorimetriya, marker of activation of lymphocytes, complex of watersoluble antigens Yersinia pestis, white mice, противочумный иммунитет, проточная цитофлуориметрия, маркер активации лимфоцитов

File Description: application/pdf

Relation: https://www.epidemvac.ru/jour/article/view/661/505; Фармакопейная статья предприятия ФСП 42-8654-07 ЛСР-005759/08-220708 «Вакцина чумная живая, лиофилизат для приготовления суспензии для инъекций, накожного скарификационного нанесения и ингаляций». Ставрополь; 2007.; Апарин Г.П., Вершинина Т.И. Методические рекомендации по определению степени иммуногенности авирулентных штаммов чумного микроба для белых мышей. Иркутск; 1984.; Костюченко М.В., Пономаренко Д.Г., Ракитина Е.Л. и др. Перспектива оценки антигенреактивности лимфоцитов in vitro для диагностики острого бруцеллеза // Инфекция и иммунитет. 2017. Т. 7, № 1. С. 91–96.; Рыжикова С.Л., Дружинина Ю.Г., Рябичева Т.Г. и др. Продукция цитокинов клетками крови как показатель напряженности поствакцинального клеточного иммунитета // Цитокины и воспаление. 2009. Т. 8, № 1. С. 57–61.; Саркисян Н.С., Пономаренко Д.Г., Логвиненко О.В., и др. Интенсивность специфической сенсибилизации и иммунный статус у больных бруцеллезом // Медицинская иммунология. 2016. Т. 18, № 4. С. 365–372.; Щуковская Т.Н., Фирстова В.В., Кравцов А.Л. и др. Оценка приобретенного иммунитета против сибирской язвы по степени повреждения лейкоцитов крови in vitro антраксином // Проблемы особо опасных инфекций. 2007. № 93. С. 81–84.; Куличенко А.Н., Абзаева Н.В., Гостищева С.Е. и др. Использование антигенспецифических клеточных тестов in vitro для оценки формирования поствакцинального противочумного иммунитета // Инфекция и иммунитет. 2017. Т. 7, № 2. С. 203–208.; Sakaguchi S. Naturally arising Foxp3-expressing CD25+ CD4+ regulatory T cells in immunological tolerance to self and non-self // J Nat Immunol. 2005. Vol. 6, N 4. P. 345–352.; Firstova V.V., Mokrievich A.N., Pavlov V.M., et al. Immunological Markers that Correlate with Protection Immunity Against Tularemia Infection // Advances in Experimental Medicine and Biology. 2014. N 808. P. 15–23.; Афанасьев Е.Н., Таран И.Ф., Тюменцева И.С. Антигенная структура бруцелл. Сообщ. I. Сравнительная оценка методов выделения водорастворимых антигенов бруцелл. Ставрополь; 1986.; https://www.epidemvac.ru/jour/article/view/661

Availability: https://www.epidemvac.ru/jour/article/view/661
https://doi.org/10.31631/2073-3046-2019-18-1-50-54

View record from BASE

13

Academic Journal

Comparison of platelet aggregation parameters and expression of platelet granule markers

Source: Тромбоз, гемостаз и реология.

Subject Terms: гранулы тромбоцитов, тромбоциты, агрегация тромбоцитов, platelet aggregation, flow cytofluorimetry, platelet granules, platelets, проточная цитофлуориметрия

Access URL: https://thrj.ru/index.php/thrj/article/view/218

14

Academic Journal

EVALUATION OF MICROVESICLES FORMED BY NATURAL KILLER (NK) CELLS USING FLOW CYTOMETRY ; ОПРЕДЕЛЕНИЕ МИКРОВЕЗИКУЛ, ОБРАЗУЕМЫХ NK-КЛЕТКАМИ, МЕТОДОМ ПРОТОЧНОЙ ЦИТОФЛУОРИМЕТРИИ

Authors: V. A. Mikhailova, K. L. Belyakova, L. P. Vyazmina, A. R. Sheveleva, S. A. Selkov, D. I. Sokolov, В. А. Михайлова, К. Л. Белякова, Л. П. Вязьмина, А. Р. Шевелева, С. А. Сельков, Д. И. Соколов

Contributors: The present work was supported by the Russian Foundation for Basic Research grant No. 17-04- 00679 (cell cultures) and the Russian Science Foundation grant No. 17-15-01230 (evaluation of the NK-92 cell line phenotype and their microvesicles)., Работа поддержана грантом РФФИ № 17-04- 00679 (культивирование клеток) и грантом РНФ № 17-15-01230 (оценка фенотипических характеристик линии NK-92 и их микрочастиц).

Source: Medical Immunology (Russia); Том 20, № 2 (2018); 251-254 ; Медицинская иммунология; Том 20, № 2 (2018); 251-254 ; 2313-741X ; 1563-0625 ; 10.15789/1563-0625-2018-2

Subject Terms: поверхностные рецепторы, flow cytometry, microvesicles, microparticles, cell culture, NK-92, cell surface receptors, проточная цитофлуориметрия, микровезикулы, микрочастицы, клеточная культура

File Description: application/pdf

Relation: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/1482/1018; Agouni A., Ducluzeau P. H., Benameur T., Faure S., Sladkova M., Duluc L., Leftheriotis G., Pechanova O., Delibegovic M., Martinez M.C., Andriantsitohaina R. Microparticles from patients with metabolic syndrome induce vascular hypo-reactivity via Fas/Fas-ligand pathway in mice. PLoS ONE, 2011, Vol. 6, no. 11, e27809. doi:10.1371/journal.pone.0027809.; Albanese J., Meterissian S., Kontogiannea M., Dubreuil C., Hand A., Sorba S., Dainiak N. Biologically active Fas antigen and its cognate ligand are expressed on plasma membrane-derived extracellular vesicles. Blood, 1998, Vol. 91, no. 10, pp. 3862-3874.; Camussi G., Deregibus M.C., Bruno S., Grange C., Fonsato V., Tetta C. Exosome/microvesicle-mediated epigenetic reprogramming of cells. Am. J. Cancer Res., 2011, Vol. 1, no. 1, pp. 98-110.; Diehl P., Fricke A., Sander L., Stamm J., Bassler N., Htun N., Ziemann M., Helbing T., El-Osta A., Jowett J.B., Peter K., Microparticles: major transport vehicles for distinct microRNAs in circulation. Cardiovasc. Res., 2012, Vol. 93, no. 4, pp. 633-644.; Gelderman M.P., Simak J. Flow cytometric analysis of cell membrane microparticles. Methods Mol. Biol., 2008, Vol. 484, pp. 79-93.; Gyorgy B., Szabo T. G., Pasztoi M., Pal Z., Misjak P., Aradi B., Laszlo V., Pallinger E., Pap E., Kittel A., Nagy G., Falus A., Buzas E. I. Membrane vesicles, current state-of-the-art: emerging role of extracellular vesicles. Cellular and Molecular Life Sciences, 2011, Vol. 68, no. 16, pp. 2667-2688.; Jayachandran M., Litwiller R.D., Owen W.G., Heit J.A., Behrenbeck T., Mulvagh S.L., Araoz P.A., Budoff M.J., Harman S.M., Miller V.M. Characterization of blood borne microparticles as markers of premature coronary calcification in newly menopausal women. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 2008, Vol. 295, no. 3, pp. H931-H938.; Mause S.F., Weber C. Microparticles: protagonists of a novel communication network for intercellular information exchange. Circ. Res., 2010, Vol. 107, no. 9, pp. 1047-1057.; Mikhailova V.A., Ovchinnikova O.M., Zainulina M.S., Sokolov D.I., Selkov S.A. Detection of microparticles of leukocytic origin in the peripheral blood in normal pregnancy and preeclampsia. Bulletin of Experimental Biology and Medicine, 2014, Vol. 157, no. 6, pp. 721-727.; Roos M.A., Gennero L., Denysenko T., Reguzzi S., Cavallo G., Pescarmona G.P., Ponzetto A. Microparticles in physiological and in pathological conditions. Cell Biochemistry and Function, 2010, Vol. 28, no. 7, pp. 539-548.; Sokolov D.I., Ovchinnikova O.M., Korenkov D.A., Viknyanschuk A.N., Benken K.A., Onokhin K.V., Selkov S.A. Influence of peripheral blood microparticles of pregnant women with preeclampsia on the phenotype of monocytes. Transl. Res., 2016, Vol. 170, pp. 112-123.; van der Pol E., Coumans F.A., Grootemaat A.E., Gardiner C., Sargent I.L., Harrison P., Sturk A., van Leeuwen T.G., Nieuwland R. Particle size distribution of exosomes and microvesicles determined by transmission electron microscopy, flow cytometry, nanoparticle tracking analysis, and resistive pulse sensing. J. Thromb. Haemost., 2014, Vol. 12, no. 7, pp. 1182-1192.; Xu R., Greening D.W., Zhu H.J., Takahashi N., Simpson R.J. Extracellular vesicle isolation and characterization: toward clinical application. J. Clin. Invest., 2016, Vol. 126, no. 4, pp. 1152-1162.; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/1482

Availability: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/1482
https://doi.org/10.15789/1563-0625-2018-2-251-254

View record from BASE

15

Academic Journal

Новые маркеры (CD160, CD200, LAIR-1) в диагностике В-клеточных лимфопролиферативных заболеваний

Source: Клиническая онкогематология, Vol 6, Iss 1 (2013)

Subject Terms: маркеры CD160, многопараметрическая проточная цитофлуориметрия, CD200, LAIR-1, Neoplasms. Tumors. Oncology. Including cancer and carcinogens, В-клеточные лимфопролиферативные заболевания, RC254-282

Access URL: https://doaj.org/article/ec727512f62c47b784feb52199fa2f18

View record at OpenAIRE Full Text Finder

16

Academic Journal

PERSPECTIVE OF IN VITRO LYMPHOCYTES ANTIGENICITY EVALUATION FOR THE DIAGNOSTICS OF ACUTE BRUCELLOSIS ; ПЕРСПЕКТИВА ОЦЕНКИ АНТИГЕНРЕАКТИВНОСТИ ЛИМФОЦИТОВ IN VITRO ДЛЯ ДИАГНОСТИКИ ОСТРОГО БРУЦЕЛЛЕЗА

Authors: Kostyuchenko M.V., Ponomarenko D.G., Rakitina E.L., Logvinenko O.V., Sannikova I.V., Dejneka D.A., Golub O.G.

Source: Russian Journal of Infection and Immunity; Vol 7, No 1 (2017); 91-96 ; Инфекция и иммунитет; Vol 7, No 1 (2017); 91-96 ; 2313-7398 ; 2220-7619 ; 10.15789/2220-7619-2017-1

Subject Terms: brucellosis, flow cytometry, antigennegative lymphocytes, diagnostics of acute brucellosis, the test antigen stimulation of cells, markers of lymphocyte activation, бруцеллез, проточная цитофлуориметрия, антигенреактивность лимфоцитов, диагностика острого бруцеллеза, тест антигенной стимуляции клеток, маркеры активации лимфоцитов