Search Results - "проточная цитометрия"

Source: Russian Journal of Infection and Immunity; Vol 15, No 3 (2025); 568-574 ; Инфекция и иммунитет; Vol 15, No 3 (2025); 568-574 ; 2313-7398 ; 2220-7619

Subject Terms: extracellular DNA content in blood, neutrophil activation, NETosis, COVID-19, post-COVID syndrome, flow cytometry, содержание внеклеточной ДНК в крови, активация нейтрофилов, нетоз, постковидный синдром, проточная цитометрия

File Description: application/pdf

Availability: https://iimmun.ru/iimm/article/view/17829
https://doi.org/10.15789/2220-7619-FCF-17829

View record from BASE

10

Academic Journal

Определение порогового значения минимальной остаточной болезни у пациентов с острыми миелоидными лейкозами, получающих лечение по протоколам «ОМЛ-17» и «mОМЛ-17»

Authors: Е. Н. Паровичникова, К. А. Никифорова, Ю. О. Давыдова, Н. М. Капранов, И. А. Лукьянова, А. А. Иевлева, Ю. А. Чабаева, З. Т. Фидарова, Л. А. Кузьмина, В. В. Троицкая, Т. В. Гапонова, С. М. Куликов

Source: Клиническая онкогематология, Vol 18, Iss 4 (2025)

Subject Terms: острые миелоидные лейкозы, минимальная остаточная болезнь, проточная цитометрия, Neoplasms. Tumors. Oncology. Including cancer and carcinogens, RC254-282

Relation: https://bloodjournal.ru/index.php/coh/article/view/723; https://doaj.org/toc/1997-6933; https://doaj.org/toc/2500-2139; https://doaj.org/article/77f5ae0112954afc962a219d52a1a299

Availability: https://doi.org/10.21320/2500-2139-2025-18-4-340-346
https://doaj.org/article/77f5ae0112954afc962a219d52a1a299

View record from BASE

11

Academic Journal

THE SIZE OF PLATELET-LEUKOCYTE AGGREGATES IN PATIENTS WITH VARIOUS DEGREE OF CORONARY ATHEROSCLEROSIS ; РАЗМЕР ТРОМБОЦИТАРНО-ЛЕЙКОЦИТАРНЫХ АГРЕГАТОВ У ПАЦИЕНТОВ С РАЗЛИЧНОЙ ВЫРАЖЕННОСТЬЮ КОРОНАРНОГО АТЕРОСКЛЕРОЗА

Authors: Irina V. Kologrivova, Tatiana E. Suslova, Alexandra I. Vyrostkova, Olga A. Koshelskaya, Olga A. Kharitonova, Elena S. Kravchenko, Alexey A. Dmitriukov, Ирина Вячеславовна Кологривова, Татьяна Евгеньевна Суслова, Александра Игоревна Выросткова, Ольга Анатольевна Кошельская, Ольга Анатольевна Харитонова, Елена Сергеевна Кравченко, Алексей Александрович Дмитрюков

Contributors: The study was conducted in the framework of the fundamental research No. 122020300043-1., Исследование выполнено при финансовой поддержке Российского научного фонда (грант № 23-25-00010)

Source: Medical Immunology (Russia); Online First ; Медицинская иммунология; Online First ; 2313-741X ; 1563-0625 ; 10.15789/1563-0625-0-0

Subject Terms: липиды, imaging flow cytometry, atherosclerosis, P-selectin, interleukin 1β, lipids, проточная цитометрия с визуализацией, атеросклероз, P-селектин, интерлейкин 1β

File Description: application/pdf

Relation: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/2960/2088; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/13446; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/13447; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/13448; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/13449; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/13450; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/13451; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/13452; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/13453; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/13454; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/13463; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/13464; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/14493; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/14494; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/14495; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2960/14911; Павлов О.В., Чепанов С.В., Селютин А.В., Сельков С.А. Тромбоцитарно-лейкоцитарные взаимодействия: иммунорегуляторная роль и патофизиологическое значение // Медицинская иммунология. – 2022. – Т. 24, № 5. – С. 871-888.; Chacko B.K., Smith M.R., Johnson M.S., Benavides G., Culp M.L., Pilli J., Shiva S., Uppal K., Go Y.M., Jones D.P., Darley-Usmar V.M. Mitochondria in precision medicine; linking bioenergetics and metabolomics in platelets. Redox. Biol., 2019, Vol. 22, 101165. https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S2213231719302034?via%3Dihub [doi:10.1016/j.redox.2019.101165]; Gensini G.G. A more meaningful scoring system for determining the severity of coronary heart disease. Am. J. Cardiol., 1983, Vol. 51, no. 3, P. 606. https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S0002914983801052?via%3Dihub [doi:10.1016/s0002-9149(83)80105-2]; Hui H., Fuller K.A., Erber W.N., Linden M.D. Imaging flow cytometry in the assessment of leukocyte-platelet aggregates. Methods, 2017, Vol. 112, pp. 46-54. https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1046202316303395?via%3Dihub [doi:10.1016/j.ymeth.2016.10.002]; Jin J.L., Cao Y.X., Wu L.G., You X.D., Guo Y.L., Wu N.Q., Zhu C.G., Gao Y., Dong Q.T., Zhang H.W., Sun D., Liu G., Dong Q., Li J.J. Triglyceride glucose index for predicting cardiovascular outcomes in patients with coronary artery disease. J. Thorac. Dis., 2018, Vol. 10, no. 11, pp. 6137-6146. https://jtd.amegroups.org/article/view/25083/19092 [doi:10.21037/jtd.2018.10.79]; Kologrivova I.V., Suslova T.E., Koshelskaya O.A., Kravchenko E.S., Kharitonova O.A., Romanova E.A., Vyrostkova A.I., Boshchenko A.A. Intermediate monocytes and circulating endothelial cells: interplay with severity of atherosclerosis in patients with coronary artery disease and type 2 diabetes mellitus. Biomedicines, 2023, Vol. 11, no. 11, 2911. https://www.mdpi.com/2227-9059/11/11/2911 [doi:10.3390/biomedicines11112911]; Li N., Ji Q., Hjemdahl P. Platelet-lymphocyte conjugation differs between lymphocyte subpopulations. J. Thromb. Haemost., 2006, Vol. 4, no. 4, pp. 874-881. https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1538783622130886?via%3Dihub [doi:10.1111/j.1538-7836.2006.01817.x]; Libby P. The changing landscape of atherosclerosis. Nature., 2021, Vol. 592, no. 7855, pp. 524-533. https://www.nature.com/articles/s41586-021-03392-8 [doi:10.1038/s41586-021-03392-8]; Ludwig N., Hilger A., Zarbock A., Rossaint J. Platelets at the crossroads of pro-inflammatory and resolution pathways during inflammation. Cells, 2022, Vol. 11, no. 12, 1957. https://www.mdpi.com/2073-4409/11/12/1957 [doi:10.3390/cells11121957]; Manke M.C., Ahrends R., Borst O. Platelet lipid metabolism in vascular thrombo-inflammation. Pharmacol. Ther., 2022, Vol. 237, 108258 https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0163725822001528?via%3Dihub [doi:10.1016/j.pharmthera.2022.108258]; Pluta K., Porębska K., Urbanowicz T., Gąsecka A., Olasińska-Wiśniewska A., Targoński R., Krasińska A., Filipiak K.J., Jemielity M., Krasiński Z. Platelet-leucocyte aggregates as novel biomarkers in cardiovascular diseases. Biology (Basel), 2022, Vol. 11, no. 2, 224. https://www.mdpi.com/2079-7737/11/2/224 [doi:10.3390/biology11020224]; Ponomarev E.D. Fresh evidence for platelets as neuronal and innate immune cells: their role in the activation, differentiation, and deactivation of Th1, Th17, and Tregs during tissue inflammation. Front. Immunol., 2018, Vol. 9, 406. https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fimmu.2018.00406/full [doi:10.3389/fimmu.2018.00406]; Rolling C.C., Barrett T.J., Berger J.S. Platelet-monocyte aggregates: molecular mediators of thromboinflammation. Front. Cardiovasc. Med., 2023, Vol. 10, 960398. https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcvm.2023.960398/full [doi:10.3389/fcvm.2023.960398]; Sagar R.C., Ajjan R.A., Naseem K.M. Non-traditional pathways for platelet pathophysiology in diabetes: implications for future therapeutic targets. Int. J. Mol. Sci., 2022, Vol. 23, no. 9, 4973. https://www.mdpi.com/1422-0067/23/9/4973 [doi:10.3390/ijms23094973]; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/2960

Availability: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/2960
https://doi.org/10.15789/1563-0625-TSO-2960

View record from BASE

12

Academic Journal

Влияние разной концентрации фитогормонов на рост каллусной культуры картофеля (Solanum tuberosum) сорта биоголд ; Vliianie raznoi kontsentratsii fitogormonov na rost kallusnoi kul'tury kartofelia (Solanum tuberosum) sorta biogold

Authors: Торутанов Павел Сергеевич, Научно-исследовательский центр фундаментальных и прикладных проблем биоэкологии и биотехнологии ФГБОУ ВО «Ульяновский государственный педагогический университет им. И.Н. Ульянова», Pavel S. Torutanov, Nauchno-issledovatel'skii tsentr fundamental'nykh i prikladnykh problem bioekologii i biotekhnologii FGBOU VO "Ul'ianovskii gosudarstvennyi pedagogicheskii universitet im. I.N. Ul'ianova", Зимнуров Айдар Раилевич, Aidar R. Zimnurov, Антонова Елена Ивановна, Elena I. Antonova, Масленников Андрей Викторович, ФГБОУ ВО «Ульяновский государственный педагогический университет им. И.Н. Ульянова», Andrei V. Maslennikov, Ulyanovsk State Pedagogical University named after I. N. Ulyanov

Source: Fundamental and applied research for key propriety areas of bioecology and biotechnology; 120-128 ; Фундаментальные и прикладные исследования по приоритетным направлениям биоэкологии и биотехнологии; 120-128

Subject Terms: клеточный цикл, in vitro, каллус, проточная цитометрия, фитогормоны, биотехнологические методы, картофель Solanum tuberosum, микроклонирование размножение

File Description: text/html

Relation: info:eu-repo/semantics/altIdentifier/isbn/978-5-907965-64-5; https://phsreda.com/e-articles/10716/Action10716-139147.pdf; Алексашина С.А., Сравнительное изучение химического состава и антиоксидантной активности клубней сортового картофеля / С.А. Алексашина, Н.В. Макарова // Химия растительного сырья. – 2022. – №2. – С. 221–231. DOI:10.14258/jcprm.20220210129. – EDN GENQHP; Анисимов Б.В. Мировое производство картофеля: тенденции рынка, прогнозы и перспективы (аналитический обзор) / Б.В. Анисимов // Картофель и овощи. – 2021. – №10. – С. 3–8. DOI:10.25630/PAV.2021.45.71.008. – EDN OQKWFB; Анципович В. Депонирование национальной коллекции картофеля / В. Анципович // Наука и инновации. – 2019. – №6 (196). – С. 12–16 [Электронный ресурс]. – Режим доступа: https://www.elibrary.ru/item.asp?id=38514904 (дата обращения: 02.06.2025). – EDN UFCBUG; Бутенко Р.Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе / Р.Г. Бутенко. – М.: ФБК-Пресс, 1999. – 160 с.; Бутенко Р.Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза растений / Р.Г. Бутенко. – М.: Наука, 1964. – 272 с.; Васильченко Е.Н. Технология создания реституционных линий сахарной свёклы / Е.Н. Васильченко // Вестник ВГАУ. – 2018. – Вып. 1 (56). – С. 42–50.; Государственный реестр селекционных достижений, допущенных к использованию. – Т. 1. Сорта растений. – М.: Росинформагротех, 2022.; Ерёмченко О.А. Риски реализации комплексной научно-технологической программы, направленной на развитие селекции и семеноводства картофеля в Российской Федерации. / О.А. Ерёмченко, О.В. Черченко // Экономика науки. – 2018. – №4 (3). – С. 175–197. DOI:10.22394/2410-132X-2018-4-3-175-197. – EDN YMQQJV; Коломиец О.О. Цитометрический анализ плоидности и пролиферации клеток у растущих in vitro линий овощных культур / О.О. Коломиец, И.В. Павлова, С.В Глушен // Генетика. – 2015. – Т. 10. – С. 116.; Способы получения безвирусного картофеля in vitro / Р.В. Папихин, Г.М. Пугачева, С.А. Муратова, Н.С. Чусова [и др.] // Наука и образование. – 2020. – Т. 3. №1. – С. 88.; Технология протопластов и соматическая гибридизация картофеля – современное состояние и перспективы (обзор) / О.Б. Поливанова, А.С. Егорова, А.Б. Сиволапова, С.В. Горюнова // Аграрная наука Евро-Северо-Востока. – 2023. – №24 (1). – С. 7–19. DOI:10.30766/2072-9081.2023.24.1.7-19. – EDN QLNZXP; Продовольственная и сельскохозяйственная организация Объединенных Наций. Продукты животноводства и сельскохозяйственных культур [Электронный ресурс]. – Режим доступа: https://www.fao.org/home/ru (дата обращения: 06.06.2025).; Актуальные направления развития селекции и семеноводства картофеля в России / Е.А. Симаков, Б.В. Анисимов, С.В. Жевора [и др.] // Картофель и овощи. – 2020.; Сорта картофеля [Электронный ресурс]. – Режим доступа: https://potato.professorhome.ru/about (дата обращения: 02.06.2025).; Тимофеева О.А. Клональное микроразмножение растений / О.А. Тимофеева, Ю.Ю Невмержицкая – Казань: Казанский университет, 2012. – 56 с.; Основные этапы разработки и применения метода проточной цитометрии в ФГУ РНЦРХТ / А.С. Ягунов, А.В. Карташев, С.В. Токалов, Л.Н. Киселева // Вопросы онкологии. – 2008. – Т. 54. №4. – С. 494–497. EDN JVSUZB; Campos H. (eds.) The Potato Crop: Its Agricultural, Nutritional and Social Contribution to Humankind / H. Campos, O. Ortiz. Cham: Springer, 2020.; Doležel J. (1995). Sex determination in dioecious plants Melandrium album and M. rubrum using high-resolution flow cytometry / J Doležel, W. Göhde. Cytometry 19:103–106. https://doi.org/10.1002/cyto.990190203.; Doležel J. Flow cytometry with plants: an overview. In: J. Doležel, J. Greilhuber, J. Suda (eds) Flow cytometry with plant cells. Weinheim: Wiley-VCH, 2007. DOI:10.1002/9783527610921.ch3. EDN SSMBLJ; George E.F. Micropropagation: uses and methods. In: George E.F., Hall M.A., De Klerk G.-J. (eds) Plant propagation by tissue culture. Dordrecht: Springer, 2008. Pp. 29–64. DOI:10.1007/978-1-4020-5005-3_2.; Mohapatra P.P. Tissue Culture of Potato (Solanum tuberosum L.): A Review. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences. 2017; 6(4) : 489–495. DOI:10.20546/ijcmas.2017.604.058.; Pellicer J. The application of flow cytometry for estimating genome size and ploidy level in plants. In: Besse P. (ed) Molecular plant taxonomy: methods and protocols. Totowa, NJ: Humana Press, 2014. Pp. 279–307. DOI:10.1007/978-1-62703-767-9_14.; Pradana O.C.P., Maulida D., Andini S.N. Micropropagation of potato (Solanum tuberosum L.). Atlantic on various culture media composition. International Conference On Agriculture and Applied Science (ICoAAS). 2020. Pp. 27–34. DOI:10.25181/icoaas.v1i1.2006. EDN GALMRV; Robinson J.P. Principles of flow cytometry. In: Flow Cytometry with Plant Cells. – Weinheim: Wiley-VCH, 2007. Pp. 19–40. DOI:10.1002/9783527610921.ch2.; Suda J., Kron P., Husband B.C., Trávníček P. Flow cytometry and ploidy: applications in plant systematics, ecology and evolutionary biology. Flow cytometry with plant cells. Weinheim: Wiley-VCH, 2007. P. 103–130. DOI:10.1002/9783527610921.ch5.; Wear E.E., Concia L., Brooks A.M., Markham E.A., Lee T.J., Allen G.C. Isolation of plant nuclei at defined cell cycle stages using EdU labeling and flow cytometry. Plant Cell Division: Methods and Protocols, 2016. Pp. 69–86.; https://phsreda.com/article/139147/discussion_platform

Availability: https://phsreda.com/article/139147/discussion_platform
https://phsreda.com/files/Books/10716/Cover-10716.jpg?req=139147

View record from BASE

13

Academic Journal

Peripheral blood B-cells and CXCR3 expression in chronic hepatitis C virus infection ; Субпопуляции CXCR3+ В-клеток периферической крови больных хроническим вирусным гепатитом С

Authors: Arsentieva N.A., Elezov D.S., Kudryavtsev I.V., Korobova Z.R., Totolian A.A.

Contributors: 0

Source: Russian Journal of Infection and Immunity; Vol 15, No 3 (2025); 529-535 ; Инфекция и иммунитет; Vol 15, No 3 (2025); 529-535 ; 2313-7398 ; 2220-7619

Subject Terms: B-cells, CXCR3, hepatitis C, flow cytometry, viral load, liver fibrosis, В-клетки, гепатит С, проточная цитометрия, вирусная нагрузка, фиброз печени

File Description: application/pdf

Availability: https://iimmun.ru/iimm/article/view/17939
https://doi.org/10.15789/2220-7619-PBB-17939

View record from BASE

14

Academic Journal

DNA imaging cytometry in plant analysis: a review

Authors: Maxim G. Kutsev, Mikhail V. Skaptsov, Anastasia M. Koltunova, Olga V. Uvarova

Source: Turczaninowia; Том 27 № 3 (2024): Turczaninowia; 141–158
Turczaninowia; Vol 27 No 3 (2024): Turczaninowia; 141–158

Subject Terms: hybrids, FCM, plants, polyploids, flow cytometry, цитометрия изображений, размер генома, гибриды, ICM, полиплоиды, image cytometry, genome size, растения, проточная цитометрия

File Description: application/pdf

Access URL: https://turczaninowia.asu.ru/article/view/16101

View record at OpenAIRE Full Text Finder

15

Academic Journal

Значение дополнительных иммунологических маркеров в диагностике минимальной остаточной болезни при множественной миеломе

Source: Клиническая онкогематология, Vol 15, Iss 4 (2022)

Subject Terms: 0301 basic medicine, 03 medical and health sciences, плазматические клетки, костный мозг, 0302 clinical medicine, минимальная остаточная болезнь, Neoplasms. Tumors. Oncology. Including cancer and carcinogens, множественная миелома, многоцветная проточная цитометрия, RC254-282, 3. Good health

Access URL: https://doaj.org/article/0cc636a49c074053b7c3b98c4d54e491

View record at OpenAIRE Full Text Finder

16

Academic Journal

Прогностическое значение иммунофенотипических особенностей плазматических клеток у пациентов с впервые диагностированной множественной миеломой, получавших лечение на основе ингибитора протеасомы первого поколения бортезомиба

Source: Клиническая онкогематология, Vol 15, Iss 4 (2022)

Subject Terms: 0301 basic medicine, 03 medical and health sciences, плазматические клетки, 0302 clinical medicine, общая выживаемость, Neoplasms. Tumors. Oncology. Including cancer and carcinogens, множественная миелома, иммунофенотипический профиль, бортезомиб, проточная цитометрия, RC254-282, 3. Good health

Access URL: https://doaj.org/article/905fd1a274ea4b478c70074d05844409

View record at OpenAIRE Full Text Finder

17

Academic Journal

Множественная миелома: нюансы диагностики и мониторинга минимальной остаточной болезни методом многоцветной проточной цитометрии

Source: Клиническая онкогематология, Vol 15, Iss 4 (2022)

Subject Terms: 0301 basic medicine, 03 medical and health sciences, 0302 clinical medicine, минимальная остаточная болезнь, Neoplasms. Tumors. Oncology. Including cancer and carcinogens, множественная миелома, иммунофенотипирование, многоцветная проточная цитометрия, RC254-282, гейтирование, 3. Good health

Access URL: https://doaj.org/article/4148f7be13c84a36bfdd310cb28f708a

View record at OpenAIRE Full Text Finder

18

Academic Journal

КЛИНИЧЕСКАЯ ЭФФЕКТИВНОСТЬ ПРИМЕНЕНИЯ ПУЛИРОВАННЫХ МЕЗЕНХИМАЛЬНЫХ СТВОЛОВЫХ КЛЕТОК ОБОНЯТЕЛЬНОЙ ВЫСТИЛКИ ДЛЯ ЛЕЧЕНИЯ ПАЦИЕНТОВ С ТЯЖЕЛЫМИ ВНЕБОЛЬНИЧНЫМИ ПНЕВМОНИЯМИ, ОСЛОЖНЕННЫМИ ОСТРЫМ РЕСПИРАТОРНЫМ ДИСТРЕСССИНДРОМОМ

Authors: А. Е. Гончаров, С. Е. Алексейчик, Е. Г. Рында, Н. Г. Антоневич, Ю. Ю. Панкратова

Source: Žurnal Grodnenskogo Gosudarstvennogo Medicinskogo Universiteta, Vol 21, Iss 5, Pp 466-476 (2023)

Subject Terms: стволовые клетки, covid-19, пулированные мезенхимальные стволовые клетки, клеточная терапия, проточная цитометрия, Medicine

File Description: electronic resource

Relation: http://journal-grsmu.by/index.php/ojs/article/view/3091; https://doaj.org/toc/2221-8785; https://doaj.org/toc/2413-0109

Access URL: https://doaj.org/article/3ddf531f3b1e423f826052dae2e0ddbb

View record in DOAJ Full Text Finder

19

Academic Journal

Estimation of bacterio‐, picophyto‐ and nanophytoplankton abundance in the Middle Caspian Sea by flow cytometry ; Оценка численности бактерио‐, пикофито‐ и нанофитопланктона Среднего Каспия методами проточной цитометрии

Authors: V. S. Mukhanov, T. V. Rauen, S. V. Vostokov, A. S. Vostokova, E. N. Lobachev, В. C. Муханов, Т. В. Рауэн, С. В. Востоков, А С. Востокова, Е. Н. Лобачев

Contributors: This work was funded by the RFBR according to the research project № 20‐54‐56053, State Assignment, Projects №121040600178‐6 and № 0128‐2021‐0004., Работа выполнена при финансовой поддержке гранта РФФИ N 20–54–56053, Госзадания № 121040600178‐6 и № 0128‐2021‐0004.

Source: South of Russia: ecology, development; Том 19, № 3 (2024); 97-109 ; Юг России: экология, развитие; Том 19, № 3 (2024); 97-109 ; 2413-0958 ; 1992-1098

Subject Terms: Фитопланктон, пикофитопланктон, нанофитопланктон, Synechococcus, проточная цитометрия, Средний Каспий, picophytoplankton, nanophytoplankton, flow cytometry, Middl Caspian

File Description: application/pdf

Relation: https://ecodag.elpub.ru/ugro/article/view/3225/1440; Востоков С.В., Курашов Е.А., Курьянова О.Ю., Цельмович О.Л., Дмитриев А.В., Островский Д.И., Ковалев М.Ю. Фитопланктон Среднего Каспия: анализ изменений структуры сообщества за последние десятилетия // Юг России: экология, развитие. 2022. Т. 17. N 3. С. 112–124. https://doi.org/10.18470/1992‐1098‐2022‐3‐112‐124; Востоков С.В., Лобковский Л.И., Востокова А.С., Соловьев Д.М. Сезонная и многолетняя изменчивость фитопланктона в Чёрном море по данным дистанционного зондирования и контактным измерениям хлорофилла а // Доклады Академии наук. 2019. Т. 485. N 1. C. 99–103. https://doi.org/10.31857/S0869‐5652485199‐103; Vostokov S.V., Pautova L.A., Sahling I.V., Vostokova A.S., Gadzhiev A.A., Petherbridge G., Lobachev E.N., Abtahi B., Shojaei M.G. Seasonal and Long‐Term Phytoplankton Dynamics in the Middle Caspian According to Satellite Data and In Situ Observations in the First Decades of the 21st Century // Journal of Marine Science and Engineering. 2023. V. 9. N 11. P. 957. https://doi.org/10.3390/jmse11050957; Паутова Л.А., Кравчишина М.Д., Востоков С.В., Зацепин А.Г., Клювиткин А.А., Островский А.Г., Флинт М.В. Особенности вертикальной структуры летнего фитопланктона глубоководных районов Каспийского моря // Доклады РАН. 2015. Т. 462. N 4. С. 479–483.; Востоков С.В., Салинг И.В., Востокова А.С., Гаджиев А.А., Лобачев Е.Н., Абтахи Б., Шозаи М.Г. Изучение сезонной и многолетней изменчивости хлорофилла "а" в Каспийском море по данным дистанционного зондирования // Доклады Российской академии наук. Науки о Земле. 2023. Т. 509. N 1. C. 134–140. https://doi.org/10.31857/S2686739722602770; Chen J.L., Pekker T., Wilson C.R., Tapley B.D., Kostianoy A.G., Cretaux J.‐F., Safarov E.S. Long‐term Caspian Sea level change // Geophysical Research Letters. 2017. V. 44. P. 6993–7001. https://doi.org/10.1002/2017GL073958; Сапожников В.В., Мордасова Н.В., Метревели М.П. Трансформация экосистемы Каспийского моря при понижении и повышении уровня // Океанология. 2010. Т. 50. N 4. С. 524–533.; Востоков С.В., Гаджиев А.А., Востокова А.С., Рабазанов Н.И. Гребневик Beroe cf. ovata в Каспийском море. Начало нового этапа эволюции Каспийской экосистемы? // Юг России: экология, развитие. 2020. Т. 15. N 4. C. 21–35. https://doi.org/10.18470/1992‐1098‐2020‐4‐21‐35; Востоков С.В., Гаджиев А.А., Лобачев Е.Н., Востокова А.С., Рабазанов Н.И., Бархалов Р.М., Сапожников Ф.В., Абтахи Б., Шозаи М.Г. Развитие и взаимодействие популяций гребневиков Beroe ovata Bruguière, 1789 и Mnemiopsis leidyi A. Agassiz, 1865 в прибрежной зоне Среднего Каспия // Юг России: экология, развитие. 2022. T. 17. N 4. C. 8– 15.https://doi.org/10.18470/1992‐1098‐2022‐4‐8‐15; Зимина Т.Н., Ардабьева А.Г., Котельников А.В. Характеристика современного состояния фитопланктонных вселенцев Каспийского моря // Водное хозяйство России: проблемы, технологии, управление. 2022. N 3. С. 101–110.; Шакирова Ф.М. Вселенцы каспийского моря – угроза биоразнообразию его экосистемы // Проблемы сохранения экосистемы Каспия в условиях освоения нефтегазовых месторождений. Астрахань, 18 октября, 2019. С. 191–196.; Зарбалиева Т.С., Ахундов М.М., Касимов А.М., Надиров С.Н., Гусейнова Г.Г. Воздействие инвазивных видов на аборигенную фауну Каспийского моря в прибрежных водах Азербайджана // Российский журнал биологических инвазий. 2016. N 2. C. 33–48.; Паутова Л.А., Кравчишина М.Д., Силкин В.А., Лисицын А.П. Феномен массового развития инвазийной потенциально токсичной динофлагелляты Gonyaulax polygramma в глубоководных районах Каспийского моря // Доклады РАН. 2017. Т. 474. N 2. С. 657–661. https://doi.org/10.1134/S1028334X17060071; Ардабьева А.Г., Татаринцева Т.А. Характеристика летнего фитопланктона Каспийского моря. Морские гидробиологические исследования. М.: ВНИРО, 2000. С. 22–38.; Паутова Л.А., Кравчишина М.Д., Силкин В.А., Клювиткин А.А., Артемьев В.А., Вазюля С.В., Буренков В.И. Диатомовые виды ‐ вселенцы в осеннем фитопланктоне Каспийского моря: роль в формировании общей биомассы и распределение в поле солености // Российский журнал биологических инвазий. 2022. Т. 15. N 2. С. 68–82.; Kosarev A.N. Physico‐Geographical Conditions of the Caspian Sea. The Caspian Sea Environment. The Handbook of Environmental Chemistry, Berlin, Heidelberg: Springer, 2005. P. 5–31. https://doi.org/10.1007/6985002; Кун М.С. Планктон Каспийского моря в условиях зарегулирования стока Волги. Изменение биологических комплексов Каспийского моря за последние десятилетия. М.: Наука, 1965. С. 54–97.; Прошкина‐Лавренко А.И., Макарова И.В. Водоросли планктона Каспийского моря. Л.: Наука, 1968. 291 с.; Бабаев Г.Б. Состав и распределение фитопланктона в Среднем и Южном Каспии. Биология Среднего и Южного Каспия. М.: Наука, 1968. С. 50–63.; Левшакова В.Д. Некоторые экологические особенности фитопланктона Северного Каспия // Труды Каспнирха. 1971. Т. 26. С. 67–82.; Левшакова В.Д., Санина Л.В. Летний фитопланктон Среднего Каспия до и после вселения ризосолении // Труды ВНИРО. 1973. Т. 80. С. 18–27.; Левшакова В.Д. Фитопланктон. Каспийское море. Фауна и биологическая продуктивность. М.: Наука, 1985. С. 23–54.; Салманов М.А. Роль микрофлоры и фитопланктона в продукционных процессах Каспийского моря. М.: Наука, 1987. 214 с.; Бородин В.Е. Летний фитопланктон разных размерных групп Среднего и Южного Каспия. Рыбохозяйственные исследования планктона. Часть 2. Каспийское море. М.: ВНИРО, 1991. С. 102–110.; Санина Л.В., Левшакова В.Д., Татаринцева Т.А. Летний фитопланктон Среднего Каспия в период повышения уровня моря и в сравнении с предыдущими годами. Рыбохозяйственные исследования планктона. Часть 2. Каспийское море. М.: ВНИРО, 1991. С. 77–95.; Кравчишина М.Д., Новигатский А.Н., Политова Н.В.,Зернова В.В., Мошаров С.А., Дара О.М., Клювиткин А.А. Исследование биогенной и абиогенной части взвеси дельты р. Волги в период весеннего половодья, май 2008 г. // Водные ресурсы. 2013. Т. 40. N 2. С. 151–164.; Moradi M. Comparison of the efficacy of MODIS and MERIS data for detecting cyanobacterial blooms in the southern Caspian Sea. Marine pollution bulletin. 2014. Vol. 87. N 1‐2. P. 311–322.; Marie D., Simon N., Vaulot D. Phytoplankton cell counting by flow cytometry //Algal culturing techniques. 2005. V. 1. P. 253–268.; Mukhanov V., Sakhon E., Rodionova N., Tsai A.Y. Vertical distribution of picophytoplankton in the NW shelf and deep‐ water area of the Black Sea in spring // Journal of Marine System. 2022. V. 234. P. 103–779.; Mukhanov V.S., Rylkova O.A., Churilova T.Y., Sakhon E.G., Pimenov N.V. Structure and seasonal trophodynamics of picophytoplankton in sevastopol bay and adjacent waters (the Black Sea) // Microbiology. 2016. V. 85. N 5. P. 553–561.; Багаев А.В., Дивинский Б.В., Зацепин А.Г., Кондратьев С.И., Островский А.Г., Щука С.А. Локальные изменения физико‐биологических параметров поверхностных вод Севастопольской бухты под влиянием ливневого стока // Морской гидрофизический журнал. 2022. Т. 38. N 2 (224). С. 165–184.; Gasol J.M., Del Giorgio P.A. Using flow cytometry for counting natural planktonic bacteria and understanding the structure of planktonic bacterial communities // Scientia Marina. 2000. V. 64. N 2. P. 197–224.; Marie D., Partensky F., Jacquet S., Vaulot D. Enumeration and cell cycle analysis of natural populations of marine picoplankton by flow cytometry using the nucleic acid stain SYBR Green I // Applied and environmental microbiology. 1997. V. 63. N 1. P. 186–193.; Lebaron P., Servais P., Baudoux A.C., Bourrain M., Courties C., Parthuisot N. Variations of bacterial‐specific activity with cell size and nucleic acid content assessed by flow cytometry // Aquatic Microbial Ecology. 2002. V. 28. N 2. P. 131–140.; Servais P., Casamayor E.O., Courties C., Catala P., Parthuisot N., Lebaron P. Activity and diversity of bacterial cells with high and low nucleic acid content // Aquatic microbial ecology. 2003. V. 33. N 1. P. 41–51.; OceanColorWeb. URL: https://oceancolor.gsfc.nasa.gov (дата обращения: 22.05.2022); Копелевич О.В., Салинг И.В., Вазюля С.В., Глуховец Д.И., Шеберстов С.В., Буренков В.И., Каралли П.Г., Юшманова А.В. Биооптические характеристики морей, омывающих берега западной половины России, по данным спутниковых сканеров цвета 1998–2017 гг. М.: ООО "ВАШ ФОРМАТ", 2018. 140 с.; Hammer Ø., Harper D.A.T. Past: paleontological statistics software package for education and data analysis // Palaeontologia electronica. 2001. V. 4. N 1. P. 1.; Latasa M., Morán X.A.G., Scharek R., Estrada M. Dynamics of phytoplankton groups in three contrasting situations of the open NW Mediterranean Sea revealed by pigment, microscopy, and flow cytometry analyses // Progress in Oceanography. 2022. V. 201. P. 102–737. https://doi.org/10.1016/j.pocean.2021.102737; Tett P., Walne A., Kennington K., Gowen R., Bresnan E., Carreira C., Collingridge K., Davidson K., Edwards M., Fernand L., Heal M., McKinney A., Milligan S., Paltriguera L., Whyte C. Picoplankton Nanoplankton LifeForms: theoretical basis and assessment of candidate lifeforms. 2022.; Peperzak L., Gollasch S., Bradie J., Vanden Byllaardt J., Stehouwer P.P., Ruiz G.M., David M. Comparing flow cytometry and microscopy in the quantification of vital aquatic organisms in ballast water // Journal of Marine Engineering Technology. 2020. V. 19. N 2. P. 68–77. https://doi.org/10.1080/20464177.2018.1525806; Salmi P., Mäki A., Mikkonen A., Pupponen V‐M., Vuorio K., Tiiola M. Comparison of epifluorescence microscopy and flow cytometry in counting freshwater picophytoplankton // Boreal Env. Res. 2021. V. 26. P. 17–27.; Mehrshad M., Amoozegar M.A., Ghai R., Shahzadeh Fazeli S.A., Rodriguez‐Valera F. Genome reconstruction from metagenomic data sets reveals novel microbes in the brackish waters of the Caspian Sea // Applied and environmental microbiology. 2016. V. 82. P. 1599–1612.; Alexyuk M.S., Bukin Y.S., Butina T.V., Alexyuk P.G., Berezin V.E., Bogoyavlenski A.P. Viromes of Coastal Waters of the North Caspian Sea: Initial Assessment of Diversity and Functional Potential // Diversity. 2023. V. 15. N 7. P. 813.; Гусейнов М.К., Гасанова А.Ш., Гусейнов К.М., Хлопкова М.В. К изучению видового разнообразия фитопланктона среднего Каспия // Вестник Дагестанского научного центра РАН. 2019. Т. 75. С. 11–17.; Šantić D., Krstulović N., Šolić M., Ordulj M., Kušpilić G. Dynamics of prokaryotic picoplankton community in the central and southern Adriatic Sea (Croatia) // Helgoland Marine Research. 2013. V. 67. N 3. P. 471–481. https://doi.org/10.1007/s10152‐012‐0336‐x; Thyssen M., Lefèvre D., Caniaux G., Ras J., Fernández C.I., Denis M. Spatial distribution of heterotrophic bacteria in the northeast Atlantic (POMME study area) during spring 2001. Journal of Geophysical Research: Oceans. 2005. V. 110. N C7. https://doi.org/10.1029/2004JC002670; https://ecodag.elpub.ru/ugro/article/view/3225

Availability: https://ecodag.elpub.ru/ugro/article/view/3225
https://doi.org/10.18470/1992-1098-2024-3-9

View record from BASE

20

Academic Journal

Features of B cell subsets in primary Sjogren’s syndrome and systemic lupus erythematosus ; Особенности субпопуляций В-лимфоцитов при болезни Шегрена и системной красной волчанке

Contributors: Исследование выполнено при финансовой поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (соглашение № 075-15-2022-301 от 20.04.2022)

Source: Rheumatology Science and Practice; Vol 62, No 5 (2024); 501-512 ; Научно-практическая ревматология; Vol 62, No 5 (2024); 501-512 ; 1995-4492 ; 1995-4484

Subject Terms: проточная цитометрия, B cells, systemic lupus erythematosus, primary Sjogren’s syndrome, flow cytometry, В-лимфоциты, системная красная волчанка, болезнь Шегрена

File Description: application/pdf

Relation: https://rsp.mediar-press.net/rsp/article/view/3636/2404; Насонов ЕЛ (ред.). Ревматология. Российские клинические рекомендации. М.:ГЭОТАР-Медиа;2017.; Pasoto SG, Adriano de Oliveira Martins V, Bonfa E. Sjögren’s syndrome and systemic lupus erythematosus: Links and risks. Open Access Rheumatol. 2019;11:33-45. doi:10.2147/OARRR.S167783; Ambrus JL, Suresh L, Peck A. Multiple roles for B-lymphocytes in Sjogren’s syndrome. J Clin Med. 2016;5(10):87. doi:10.3390/jcm5100087; Groom J, Kalled SL, Cutler AH, Olson C, Woodcock SA, Schneider P, et al. Association of BAFF/BLyS overexpression and altered B cell differentiation with Sjögren’s syndrome. J Clin Invest. 2002;109(1):59-68. doi:10.1172/JCI14121; Nocturne G, Seror R, Fogel O, Belkhir R, Boudaoud S, Saraux A, et al. CXCL13 and CCL11 serum levels and lymphoma and disease activity in primary Sjögren’s syndrome. Arthritis Rheumatol. 2015;67(12):3226-3233. doi:10.1002/art.39315; Carvajal Alegria G, Gazeau P, Hillion S, Daïen CI, Cornec DYK. Could lymphocyte profiling be useful to diagnose systemic autoimmune diseases? Clin Rev Allergy Immunol. 2017;53(2):219-236. doi:10.1007/s12016-017-8608-5; Aringer M, Costenbader K, Daikh D, Brinks R, Mosca M, Ramsey-Goldman R, Smolen JS, et al. 2019 European League Against Rheumatism/American College of Rheumatology classification criteria for systemic lupus erythematosus. Arthritis Rheumatol. 2019;71(9):1400-1412. doi:10.1002/art.40930; Shiboski CH, Shiboski SC, Seror R, Criswell LA, Labetoulle M, Lietman TM, et al.; International Sjögren’s Syndrome Criteria Working Group. 2016 American College of Rheumatology/European League Against Rheumatism classification criteria for primary Sjögren’s syndrome: A consensus and data-driven methodology involving three international patient cohorts. Arthritis Rheumatol. 2017;69(1):35-45. doi:10.1002/art.39859; Petri M, Kim MY, Kalunian KC, Grossman J, Hahn BH, Sammaritano LR, et al.; OC-SELENA Trial. Combined oral contraceptives in women with systemic lupus erythematosus. N Engl J Med. 2005;353(24):2550-2558. doi:10.1056/NEJMoa051135; Seror R, Bowman SJ, Brito-Zeron P, Theander E, Bootsma H, Tzioufas A, et al. EULAR Sjögren’s syndrome disease activity index (ESSDAI): A user guide. RMD Open. 2015;1(1):e000022. doi:10.1136/rmdopen-2014-000022; Seror R, Ravaud P, Mariette X, Bootsma H, Theander E, Hansen A, et al.; EULAR Sjögren’s Task Force. EULAR Sjogren’s syndrome patient reported index (ESSPRI): Development of a consensus patient index for primary Sjogren’s syndrome. Ann Rheum Dis. 2011;70(6):968-972. doi:10.1136/ard.2010.143743; Зурочка АВ, Хайдуков СВ, Кудрявцев ИВ, Чернышев ВА. Проточная цитометрия в биомедицинских исследованиях. Екатеринбург:УрО РАН;2018.; Будкова АИ, Лапин СВ, Серебрякова МК, Кудрявцев ИВ, Тришина ИН, Маслянский АЛ, и др. Субпопуляционный состав В-клеток периферической крови у больных системной красной волчанкой. Медицинская иммунология. 2017;19(2):175-184.; Меснянкина АА, Соловьев СК, Александрова ЕН, Алексанкин АП, Супоницкая ЕВ, Елонаков АВ, и др. Динамика субпопуляции В-лимфоцитов у больных системной красной волчанкой на фоне терапии генно-инженерными биологическими препаратами. Научно-практическая ревматология. 2017;55(3):252-260.; Cornec D, Saraux A, Pers JO, Jousse-Joulin S, Marhadour T, Roguedas-Contios AM, et al. Diagnostic accuracy of blood B-cell subset profiling and autoimmunity markers in Sjögren’s syndrome. Arthritis Res Ther. 2014;16(1):R15. doi:10.1186/ar4442; Barcelos F, Martins C, Papoila A, Geraldes C, Cardigos J, Nunes G, et al. Association between memory B-cells and clinical and immunological features of primary Sjögren’s syndrome and Sicca patients. Rheumatol Int. 2018;38(6):1063-1073. doi:10.1007/s00296-018-4018-0; Ishioka-Takei E, Yoshimoto K, Suzuki K, Nishikawa A, Yasuoka H, Yamaoka K, et al. Increased proportion of a CD38highIgD+ B cell subset in peripheral blood is associated with clinical and immunological features in patients with primary Sjögren’s syndrome. Clin Immunol. 2018;187:85-91. doi:10.1016/j.clim.2017.10.008; Roberts ME, Kaminski D, Jenks SA, Maguire C, Ching K, Burbelo PD, et al. Primary Sjögren’s syndrome is characterized by distinct phenotypic and transcriptional profiles of IgD+ unswitched memory B cells. Arthritis Rheumatol. 2014;66(9):2558-2569. doi:10.1002/art.38734; Odendahl M, Jacobi A, Hansen A, Feist E, Hiepe F, Burmester GR, et al. Disturbed peripheral B lymphocyte homeostasis in systemic lupus erythematosus. J Immunol. 2000;165(10):5970-5979. doi:10.4049/jimmunol.165.10.5970; Hansen A, Odendahl M, Reiter K, Jacobi AM, Feist E, Scholze J, et al. Diminished peripheral blood memory B cells and accumulation of memory B cells in the salivary glands of patients with Sjögren’s syndrome. Arthritis Rheum. 2002;46(8):2160-2171. doi:10.1002/art.10445; Aqrawi LA, Brokstad KA, Jakobsen K, Jonsson R, Skarstein K. Low number of memory B cells in the salivary glands of patients with primary Sjögren’s syndrome. Autoimmunity. 2012;45(7):547-555. doi:10.3109/08916934.2012.712170; Mingueneau M, Boudaoud S, Haskett S, Reynolds TL, Nocturne G, Norton E, et al. Cytometry by time-of-flight immunophenotyping identifies a blood Sjögren’s signature correlating with disease activity and glandular inflammation. J Allergy Clin Immunol. 2016;137(6):1809-1821.e12. doi:10.1016/j.jaci.2016.01.024; Wardowska A, Komorniczak M, Skoniecka A, Bułło-Piontecka B, Lisowska KA, Dębska-Ślizień MA, et al. Alterations in peripheral blood B cells in systemic lupus erythematosus patients with renal insufficiency. Int Immunopharmacol. 2020;83:106451. doi:10.1016/j.intimp.2020.106451; Супоницкая ЕВ, Алексанкин АП, Меснянкина АА, Александрова ЕН, Панафидина ТА, Соловьев СК. Характеристика субпопуляций В-лимфоцитов периферической крови у больных активной системной красной волчанкой. Клиническая лабораторная диагностика. 2017;62(7):418-422.; Enocsson H, Karlsson J, Li HY, Wu Y, Kushner I, Wetterö J, et al. The complex role of C-reactive protein in systemic lupus erythematosus. J Clin Med. 2021;10(24):5837. doi:10.3390/jcm10245837

Availability: https://rsp.mediar-press.net/rsp/article/view/3636
https://doi.org/10.47360/1995-4484-2024-501-512

View record from BASE

Search Tools:

Refine Results

Format

Subject

Publisher

Published in

Source

Geography

Collection

Year of Publication