-
1Academic Journal
Source: Пролиферативный синдром в биологии и медицине.
Subject Terms: катаракта, увеиты, expression the genes of cytokines, polymerase chain reaction, экспрессия генов цитокинов, глаукома, 3. Good health, glaucoma, inflammation, cataract, ретинопатия недоношенных, uveitis, retinopathy of prematurity, пролиферативная диабетическая ретинопатия, полимеразная цепная реакция, воспаление, proliferative diabetic retinopathy
-
2Academic Journal
Source: VIII Пущинская конференция «Биохимия, физиология и биосферная роль микроорганизмов».
Subject Terms: ИММУНОФЕРМЕНТНЫЙ АНАЛИЗ, ТОМАТ, ВИРУС КОЛЬЦЕВОЙ ПЯТНИСТОСТИ ТОМАТА, ВИРУС БРОНЗОВОСТИ ТОМАТОВ, ВИРУС КОЛЬЦЕВОЙ ПЯТНИСТОСТИ ТАБАКА, ФИТОПАТОГЕННЫЕ ВИРУСЫ, ПОЛИМЕРАЗНАЯ ЦЕПНАЯ РЕАКЦИЯ, ВИРУС СЛАБОЙ ЗЕЛЕНОЙ МОЗАИКИ ТАБАКА, ВИРУС КОРИЧНЕВОЙ МОРЩИНИСТОСТИ ПЛОДОВ ТОМАТА
-
3Academic Journal
Source: VIII Пущинская конференция «Биохимия, физиология и биосферная роль микроорганизмов».
Subject Terms: МЕДИЦИНА, ПНЕВМОКОККОВАЯ ИНФЕКЦИЯ, G-КВАДРУПЛЕКС, ЛЮМИНЕСЦЕНЦИЯ, ЛИГАЗНАЯ ЦЕПНАЯ РЕАКЦИЯ, НУКЛЕИНОВЫЕ КИСЛОТЫ, ПОЛИМЕРАЗНАЯ ЦЕПНАЯ РЕАКЦИЯ, ПАТОГЕННЫЕ МИКРООРГАНИЗМЫ
-
4Academic Journal
Source: Высшая школа: научные исследования.
Subject Terms: геном возбудителя, крупный рогатый скот, диагностика, полимеразная цепная реакция, парагрипп-3, тест-система
-
5Academic Journal
Authors: Botezatu I.V., Kondratova V.N., Stroganova A.M., Dranko S.L., Naskhletashvili D.R., Lichtenstein A.V.
Contributors: It is funded under the state budget theme., Финансируется в рамках госбюджетной темы
Source: Advances in Molecular Oncology; Vol 12, No 3 (2025); 70-77 ; Успехи молекулярной онкологии; Vol 12, No 3 (2025); 70-77 ; 2413-3787 ; 2313-805X
Subject Terms: glioblastoma, methylation-specific polymerase chain reaction, MGMT methylation, temozolomide, глиобластома, метил-специфичная полимеразная цепная реакция, метилирование MGMT, темозоломид
File Description: application/pdf
Relation: https://umo.abvpress.ru/jour/article/view/817/403; https://umo.abvpress.ru/jour/article/view/817
-
6Academic Journal
Authors: Kholikova, Gulnoz
Source: Medical science of Uzbekistan; No. 3 (2025): May-June; 53-58 ; Медицинская наука Узбекистана; № 3 (2025): Май-Июнь; 53-58 ; O`zbekiston tibbiyot ilmi; No. 3 (2025): May-Iyun; 53-58 ; 2181-3612
Subject Terms: typical and atypical forms of community-acquired pneumonia, clinical manifestations, children, polymerase chain reaction (PCR), enzyme immunoassay (ELISA) method, типичные и атипичные формы ВП, клинические проявления ВП, дети, полимеразная цепная реакция (ПЦР), метод иммуноферментного анализа (ИФА), SHTP ning tipik va atipik turlari, SHTP klinik koʻrinishlari, bolalar, polimeraz zanjirli reaksiya (PZR), Immunoferment tahlil (IFT) usuli
File Description: application/pdf
Relation: https://fdoctors.uz/index.php/journal/article/view/160/123; https://fdoctors.uz/index.php/journal/article/view/160
-
7Academic Journal
Source: Журнал медико-биологических исследований, Vol 11, Iss 2, Pp 162-173 (2023)
Subject Terms: печень крысы, тиоацетамид, маркеры фиброгенеза печени, полимеразная цепная реакция в режиме реального времени, экспрессия мрнк nos2, Sports medicine, RC1200-1245, Biology (General), QH301-705.5
File Description: electronic resource
-
8Academic Journal
Authors: Dzyublyk, I., Samborska, I., Solovyov, S.
Source: Здоров'я суспільства-Zdorov'a suspil'stva; Том 2, № 2 (2013); 50-57
Health of Society; Том 2, № 2 (2013); 50-57
Здоровье общества-Zdorov'a suspil'stva; Том 2, № 2 (2013); 50-57Subject Terms: гострі кишкові інфекції, ротавіруси, норовіруси, швидкі тести, полімеразна ланцюгова реакція, імуноферментний аналіз, чутливість, специфічність, acute intestinal infections, rotaviruses, noroviruses, rapid tests, polymerase chain reaction, enzyme-linked immunosorbent assay, sensitivity, specificity, острые кишечные инфекции, ротавирусы, норовирусы, быстрые тесты, полимеразная цепная реакция, иммуноферментный анализ, чувствительность, специфичность, 3. Good health
File Description: application/pdf
-
9Academic Journal
Authors: Shutko E.V., Bryzgunova O.E., Ostal’cev I.A., Pak S.V., Krasi’nikov S.E., Laktionov P.P., Konoshenko M.Y.
Contributors: The research was carried out at the expense of a grant from the Russian Science Foundation (grant No. 23-25-10026, https://rscf.ru/project/23-25-10026) within the framework of the project 0000005406995998235120582 supported by the Government of the Novosibirsk Region No. r-45, Исследование выполнено за счет гранта Российского научного фонда (грант № 23-25-10026, https://rscf.ru/project/23-25-10026) в рамках поддержанного Правительством Новосибирской области проекта 0000005406995998235120582 № р-45
Source: Advances in Molecular Oncology; Vol 11, No 1 (2024); 55-78 ; Успехи молекулярной онкологии; Vol 11, No 1 (2024); 55-78 ; 2413-3787 ; 2313-805X
Subject Terms: prostate cancer, miRNA, extracellular vesicles of urine, radical prostatectomy, reverse transcription polymerase chain reaction, miRNA dynamics after cancer treatment, рак предстательной железы, микроРНК, внеклеточные везикулы мочи, радикальная простатэктомия, полимеразная цепная реакция с обратной транскрипцией, динамика микроРНК после лечения рака
File Description: application/pdf
Relation: https://umo.abvpress.ru/jour/article/view/649/338; https://umo.abvpress.ru/jour/article/view/649
-
10Academic Journal
Authors: N. V. Belkina, A. G. Dragomeretskaya, O. E. Trotsenko, T. A. Ausheva, Н. В. Белкина, А. Г. Драгомерецкая, О. Е. Троценко, Т. А. Аушева
Source: Problems of Particularly Dangerous Infections; № 2 (2024); 70-75 ; Проблемы особо опасных инфекций; № 2 (2024); 70-75 ; 2658-719X ; 0370-1069
Subject Terms: B. bavarensis, Ixodes persulcatus, borrelia of the Borrelia burgdorferi sensu lato complex, borrelia group Borrelia garinii sensu lato, polymerase chain reaction, B. afzelii, B. garinii sensu stricto, боррелии комплекса Borrelia burgdorferi sensu lato, боррелии группы Borrelia garinii sensu lato, полимеразная цепная реакция
File Description: application/pdf
Relation: https://journal.microbe.ru/jour/article/view/2000/1477; Steinbrink A., Brugger K., Margos G., Kraiczy P., Klimpel S. The evolving story of Borrelia burgdorferi sensu lato transmission in Europe. Parasitol. Res. 2022; 121(3):781–803. DOI:10.1007/s00436-022-07445-3.; Pukhovskaya N.M., Morozova O.V., Vysochina N.P., Belozerova N.B., Ivanov L.I. Prevalence of Borrelia burgdorferi sensu lato and Borrelia miyamotoi in ixodid ticks in the Far East of Russia. Int. J. Parasit. Parasites Wildl. 2019; 8:192–202. DOI:10.1016/j.ijppaw.2019.01.005.; Рудакова С.А., Пеньевская Н.А., Блох А.И., Савельев Д.А., Теслова О.Е., Канешова Н.Е., Рудаков Н.В., Транквилевский Д.В. Эпидемиологическая ситуация по иксодовым клещевым боррелиозам в Российской Федерации в 2019 г. в сравнении с периодом 2002–2018 гг. Проблемы особо опасных инфекций. 2020; 3:131–8. DOI:10.21055/0370-1069-2020-3-131-138.; Рудакова С.А., Теслова О.Е., Муталинова Н.Е., Пеньевская Н.А., Блох А.И., Рудаков Н.В., Савельев Д.А., Кузьменко Ю.Ф., Транквилевский Д.В. Обзор эпидемиологической ситуации по иксодовым клещевым боррелиозам в Российской Федерации в 2013–2022 гг. и прогноз на 2023 г. Проблемы особо опасных инфекций. 2023; 2:75–87. DOI:10.21055/0370-1069-2023-2-75-87.; Branda J.A., Steere A.C. Laboratory diagnosis of Lyme borreliosis. Clin. Microbiol. Rev. 2021; 34(2):e00018-19. DOI:10.1128/CMR.00018-19.; Stanek G., Reiter M. The expanding Lyme Borrelia complex – clinical significance of genomic species? Clin. Microbiol. Infect. 2011; 17(4):487–93. DOI:10.1111/j.1469-0691.2011.03492.x.; Jahfari S., Krawczyk A., Coipan E.C., Fonville M., Hovius J.W., Sprong H., Takumi K. Enzootic origins for clinical manifestations of Lyme borreliosis. Infect. Genet. Evol. 2017; 49:48–54. DOI:10.1016/j.meegid.2016.12.030.; Багаутдинова Л.И., Платонов А.Е., Сарксян Д.С., Стуколова О.В., Шипулин Г.А., Малеев В.В., Дударев М.В. Катамнез больных иксодовыми клещевыми боррелиозами, вызванными Borrelia miyamotoi или Borrelia burgdorferi sensu lato. Терапевтический архив. 2016; 11:43–54. DOI:10.17116/ terarkh2016881143-54.; Драгомерецкая А.Г., Мжельская Т.В., Троценко О.Е., Бондаренко Е.И., Иванов Л.И., Романова А.П., Мокрецова Е.В. Инфицированность переносчиков и случаи заражения людей Borrelia miyamotoi на территории Хабаровского края. Аналитическая справка. Хабаровск; 2017. Сер. Библиотека инфекционной патологии. Вып. 59. 14 с.; Cutler S.J. Relapsing fever borreliae: a global review. Clin. Lab. Med. 2015; 35(4):847–65. DOI:10.1016/j.cll.2015.07.001.; Bobe J.R., Jutras B.L., Horn E.J., Embers M.E., Bailey A., Moritz R.L., Zhang Y., Soloski M.J., Ostfeld R.S., Marconi R.T., Aucott J., Ma’ayan A., Keesing F., Lewis K., Ben Mamoun C., Rebman A.W., McClune M.E., Breitschwerdt E.B., Reddy P.J., Maggi R., Yang F., Nemser B., Ozcan A., Garner O., Di Carlo D., Ballard Z., Joung H.A., Garcia-Romeu A., Griffiths R.R., Baumgarth N., Fallon B.A. Recent progress in Lyme disease and remaining challenges. Front. Med. (Lausanne). 2021; 8:666554. DOI:10.3389/fmed.2021.666554.; Crowder C.D., Matthews H.E., Schutzer S., Rounds M.A., Luft B.J., Nolte O., Campbell S.R., Phillipson C.A., Li F., Sampath R., Ecker D.J., Eshoo M.W. Genotypic variation and mixtures of Lyme Borrelia in Ixodes ticks from North America and Europe. PLoS One. 2010; 5(5):645–70. DOI:10.1371/journal.pone.0010650.; Ornstein K., Barbour A.G. A reverse transcriptase-polymerase chain reaction assay of Borrelia burgdorferi 16S rRNA for highly sensitive quantification of pathogen load in a vector. Vector Borne Zoonotic Dis. 2006; 6(1):103–12. DOI:10.1089/vbz.2006.6.103.; Eisen L. Vector competence studies with hard ticks and Borrelia burgdorferi sensu lato spirochetes: A review. Ticks Tick Borne Dis. 2020; 11(3):101359. DOI:10.1016/j.ttbdis.2019.101359.; Coipan E.C., Jahfari S., Fonville M., Oei G.A., Spanjaard L., Takumi K., Hovius J.W.R., Sprong H. Imbalanced presence of Borrelia burgdorferi s.l. multilocus sequence types in clinical manifestations of Lyme borreliosis. Infect. Genet. Evol. 2016; 42:66–76. DOI:10.1016/j.meegid.2016.04.019.; https://journal.microbe.ru/jour/article/view/2000
-
11Academic Journal
Authors: S. A. Portenko, E. V. Naidenova, D. A. Agafonov, D. A. Kuznetsova, A. V. Evteev, A. A. Tushinsky, L. N. Dmitrieva, A. D. Katyshev, V. E. Kuklev, N. Obissa, V. Mabiala, J. Loubano, M. Mpompolo, J.-C. Mobousse Misse, S. A. Shcherbakova, V. V. Kutyrev, С. А. Портенко, Е. В. Найденова, Д. А. Агафонов, Д. А. Кузнецова, А. В. Евтеев, А. А. Тушинский, Л. Н. Дмитриева, А. Д. Катышев, В. Е. Куклев, С. А. Щербакова, В. В. Кутырев
Source: Problems of Particularly Dangerous Infections; № 2 (2024); 167-177 ; Проблемы особо опасных инфекций; № 2 (2024); 167-177 ; 2658-719X ; 0370-1069
Subject Terms: Республика Конго, Salmonella Typhi, Vibrio cholerae, polymerase chain reaction, bacteriological studies, sequence, clinical samples, environmental samples, Republic of the Congo, полимеразная цепная реакция, бактериологические исследования, сиквенс, клинические образцы, пробы окружающей среды
File Description: application/pdf
Relation: https://journal.microbe.ru/jour/article/view/2011/1488; Kim J.H., Im J., Parajulee P., Holm M., Cruz Espinoza L.M., Poudyal N., Mogeni O.D., Marks F. A systematic review of typhoid fever occurrence in Africa. Clin. Infect. Dis. 2019; 69(Suppl. 6):S492S498. DOI:10.1093/cid/ciz525.; GBD 2017 Typhoid and Paratyphoid Collaborators. The global burden of typhoid and paratyphoid fevers: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. Infect. Dis. 2019; 19(4):369–81. DOI:10.1016/S1473-3099(18)30685-6.; Mogasale V., Maskery B., Ochiai R.L., Lee J.S., Mogasale V.V., Ramani E., Kim Y.E., Park J.K., Wierzba T.F. Burden of typhoid fever in low-income and middle-income countries: a syste¬ matic, literature-based update with risk factor adjustment. Lancet. Glob. Health. 2014; 2(10):e570-80. Lancet. Glob. Health. 2014; 2(10):e570-80. DOI:10.1016/S2214-109X(14)70301-8.; Antillón M., Warren J.L., Crawford F.W., Weinberger D.M., Kürüm E., Pak G.D., Marks F., Pitzer V.E. The burden of typhoid fever in lowand middle-income countries: a meta-regression approach. PLoS Negl. Trop. Dis. 2017; 11(2):e0005376. DOI:10.1371/journal.pntd.0005376.; Kim J.H., Mogasale V., Im J., Ramani E., Marks F. Updated estimates of typhoid fever burden in sub-Saharan Africa. Lancet. Glob. Health. 2017; 5(10):e969. DOI:10.1016/S2214-109X(17)30328-5.; Cholera Outbreaks in Central and West Africa: 2017 Regional Update – Week 14. [Электронный ресурс]. URL: http://reliefweb.int/sites/reliefweb.int/files/resources/WCA%20Cholera_Update_W14.pdf (дата доступа 12.03.2024).; Shahapur P.R., Shahapur R., Nimbal A., Suvvari T.K., Silva R.G.D., Kandi V. Traditional Widal agglutination test versus rapid immunochromatographic test in the diagnosis of enteric fever: A prospective study from South India. Cureus. 2021; 13(10):e18474. DOI:10.7759/cureus.18474.; Kim H.J., Jung Y., Kim M.J., Kim H.Y. Novel heptaplex PCRbased diagnostics for enteric fever caused by typhoidal salmonella serovars and its applicability in clinical blood culture. J. Microbiol. Biotechnol. 2023; 33(11):1457–66. DOI:10.4014/jmb.2307.07031.; Rigby J., Elmerhebi E., Diness Y., Mkwanda C., Tonthola K., Galloway H., Miles R., Henrion M.Y.R., Edwards T., Gauld J., Msefula C., Johnston R., Nair S., Feasey N., Elviss N.C. Optimized methods for detecting Salmonella Typhi in the environment using validated field sampling, culture and confirmatory molecular approaches. J. Appl. Microbiol. 2022; 132(2):1503–17. DOI:10.1111/jam.15237.; Antillon M., Saad N.J., Baker S., Pollard A.J., Pitzer V.E. The relationship between blood sample volume and diagnostic sensitivity of blood culture for typhoid and paratyphoid fever: a systematic review and meta-analysis. J. Infect. Dis. 2018; 218(suppl_4):S255S267. DOI:10.1093/infdis/jiy471.; Carey M.E., Dyson Z.A., Ingle D.J., Amir A., Aworh M.К., Chattaway M.A., Chew K.L., Crump J.A., Feasey N.A., Howden B.P., Keddy K.H., Maes M., Parry C.M., Van Puyvelde S., Webb H.E., Afolayan A.O., Alexander A.P., Anandan S., Andrews J.R., Ashton P.M., Basnyat B., Bavdekar A., Bogoch I.I., Clemens J.D., da Silva K.E., De A., de Ligt J., Diaz Guevara P.L., Dolecek C., Dutta S., Ehlers M.M., Francois Watkins L., Garrett D.O., Godbole G., Gordon M.A., Greenhill A.R., Griffin C., Gupta M., Hendriksen R.S., Heyderman R.S., Hooda Y., Hormazabal J.C., Ikhimiukor O.O., Iqbal J., Jacob J.J., Jenkins C., Jinka D.R., John J., Kang G., Kanteh A., Kapil A., Karkey A., Kariuki S., Kingsley R.A., Koshy R.M., Lauer A.C., Levine M.M., Lingegowda R.K., Luby S.P., Mackenzie G.A., Mashe T., Msefula C., Mutreja A., Nagaraj G., Nagaraj S., Nair S., Naseri T.K., Nimarota-Brown S., Njamkepo E., Okeke I.N., Perumal S.P.B., Pollard A.J., Pragasam A.K., Qadri F., Qamar F.N., Rahman S.I.A., Rambocus S.D., Rasko D.A., Ray P., Robins-Browne R., Rongsen-Chandola T., Rutanga J.P., Saha S.K., Saha S., Saigal K., Sajib M.S.I., Seidman J.C., Shakya J., Shamanna V., Shastri J., Shrestha R., Sia S., Sikorski M.J., Singh A., Smith A.M., Tagg K.A., Tamrakar D., Tanmoy A.M., Thomas M., Thomas M.S., Thomsen R., Thomson N.R., Tupua S., Vaidya K., Valcanis M., Veeraraghavan B., Weill F.-X., Wright J., Dougan G., Argimón S., Keane J.A., Aanensen D.M., Baker S., Holt K.E.; Global Typhoid Genomics Consortium Group Authorship. Global diversity and antimicrobial resistance of typhoid fever pathogens: Insights from a meta-analysis of 13,000 Salmonella Typhi genomes. eLife. 2023; 12:e85867. DOI:10.7554/eLife.85867.; Пшеничная Н.Ю., Найденова Е.В., Гопаца Г.В., Кузнецова Д.А., Дмитриева Л.Н., Евтеев А.В., Тушинский А.А., Портенко С.А., Obissa N., Mpompolo M., Elenga-Bongo Sh.L., Inana M., Mobousse Misse J.-C., Кутырев В.В., Смоленский В.Ю. Результаты работы инфекционистов и эпидемиологов Роспотребнадзора во время вспышки острых кишечных инфекций в Республике Конго (Браззавиль) в 2023 г. Проблемы особо опасных инфекций. 2024; 1:102–12. DOI:10.21055/0370-1069-2024-1-102-112.; Посольство Российской Федерации в Республике Конго. Общая информация о Конго. [Электронный ресурс]. URL: https://congo.mid.ru/ru/o_kongo/obshchaya_informatsiya_o_kongo/.; Kolmogorov M., Yuan J., Lin Y., Pevzner P.A. Assembly of long, error-prone reads using repeat graphs. Nat. Biotechnol. 2019; 37(5):540–6. DOI:10.1038/s41587-019-0072-8.; Yan S., Zhang W., Li C., Liu X., Zhu L., Chen L., Yang B. Serotyping, MLST, and core genome MLST analysis of Salmonella enterica from different sources in China during 2004–2019. Front. Microbiol. 2021; 12:688614. DOI:10.3389/fmicb.2021.688614.; EnteroBase. Salmonella. [Электронный ресурс]. URL: https://enterobase.warwick.ac.uk/species/index/senterica.; Alcock B.P., Huynh W., Chalil R., Smith K.W., Raphenya A.R., Wlodarski M.A., Edalatmand A., Petkau A., Syed S.A., Tsang K.K., Baker S.J.C., Dave M., McCarthy M.C., Mukiri K.M., Nasir J.A., Golbon B., Imtiaz H., Jiang X., Kaur K., Kwong M., Liang Z.C., Niu K.C., Shan P., Yang J.Y.J., Gray K.L., Hoad G.R., Jia B., Bhando T., Carfrae L.A., Farha M.A., French S., Gordzevich R., Rachwalski K., Tu M.M., Bordeleau E., Dooley D., Griffiths E., Zubyk H.L., Brown E.D., Maguire F., Beiko R.G., Hsiao W.W.L., Brinkman F.S.L., Van Domselaar G., McArthur A.G. CARD 2023: expanded curation, support for machine learning, and resistome prediction at the Comprehensive Antibiotic Resistance Database. Nucleic Acids Res. 2023; 51(D1):D690-D699. DOI:10.1093/nar/gkac920.; DTU. Center for Genomic Epidemiology. [Электронный ресурс]. URL: http://genepi.food.dtu.dk/resfinder.; Basic Local Alignment Search Tool. [Электронный ресурс]. URL: https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi.; Егорова С.А., Кулешов К.В., Кафтырева Л.А., Матвеева З.Н. Чувствительность к антибиотикам, механизмы резистентности и филогенетическая структура популяции S. Typhi, выделенных в 2005–2018 гг. в Российской Федерации. Инфекция и иммунитет. 2020; 10(1):99–110. DOI:10.15789/2220-7619-ASM-1171.; Павлова А.С., Бочарова Ю.А., Кулешов К.В., Подколзин А.Т., Чеботарь И.В. Молекулярные детерминанты резистентности Salmonella enterica к антибиотикам. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2021; 98(6):721–30. DOI:10.36233/0372-9311-140.; https://journal.microbe.ru/jour/article/view/2011
-
12Academic Journal
Authors: T. S. Serchenya, K. U. Akhremchuk, L. N. Valentovich, V. S. Lapina, O. V. Sviridov, Т. С. Серченя, Е. В. Охремчук, Л. Н. Валентович, В. С. Лапина, О. В. Свиридов
Source: Proceedings of the National Academy of Sciences of Belarus, Chemical Series; Том 60, № 4 (2024); 314-325 ; Известия Национальной академии наук Беларуси. Серия химических наук; Том 60, № 4 (2024); 314-325 ; 2524-2342 ; 1561-8331 ; 10.29235/1561-8331-2024-60-4
Subject Terms: иммунохроматографический анализ, Salmonella enterica, polymerase chain reaction, dissociation-enhanced lanthanide fluorescence immunoassay, lateral flow assay, полимеразная цепная реакция, иммуноанализ с времяразрешенной флуориметрией
File Description: application/pdf
Relation: https://vestichem.belnauka.by/jour/article/view/917/757; A comparison of standard cultural methods for the detection of foodborne Salmonella / J. Y. D’Aoust [et al.] // Int. J. Food Microbiol. – 1992. – Vol. 16, № 1. – P. 41–50. https://doi.org/10.1016/0168-1605(92)90124-l; Соколов, Д. М. Ускоренные методы выявления бактерий рода Salmonella в пищевых продуктах и сырье. / Д. М. Соколов, М. С. Соколова // Вопр. питания. – 2013. – № 1. – С. 33–40.; Choi, D. Sandwich capture ELISA by a murine monoclonal antibody against a genus-specific LPS epitope for the detection of different common serotypes of Salmonellas / D. Choi, R. S. Tsang, M. H. Ng // J. Appl. Bacteriol. – 1992. – Vol. 72, № 2. – P. 134–138. https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.1992.tb01814.x; Monoclonal antibody-based cross-reactive sandwich ELISA for the detection of Salmonella spp. in milk samples / X. Wu [et al.] // Anal. Methods. – 2015. – Vol. 7, № 21. – P. 9047–9053. https://doi.org/10.1039/C5AY01923K; Gold nanoparticle-based strip sensor for multiple detection of twelve Salmonella strains with a genus-specific lipopolysaccharide antibody / W. Wang [et al.] // Sci. China Mater. – 2016. – Vol. 59, № 8. – P. 665–674. https://doi.org/10.1007/s40843-016-5077-0; A review of methods for the detection of pathogenic microorganisms / P. Rajapaksha [et al.] // Analyst. – 2019. – Vol. 144, № 2. – P. 396–411. https://doi.org/10.1039/c8an01488d; An enzyme-linked immunosorbent assay to detect PCR products of the rfbS gene from serogroup D Salmonellae: a rapid screening prototype/ J. M. Luk [et al.] // J. Clin. Microbiol. – 1997. – Vol. 35, № 3. – P. 714–718. https://doi.org/10.1128/jcm.35.3.714-718.1997; Qualitative PCR-ELISA protocol for the detection and typing of viral genomes / M. Musiani [et al.] // Nat. Protoc. – 2007. – Vol. 2, № 10. – P. 2502–2510. https://doi.org/10.1038/nprot.2007.311; Development of an isothermal amplification-based assay for the rapid visual detection of Salmonella bacteria / H.-B. Liu [et al.] // J. Dairy Sci. – 2017. – Vol. 100, № 9. – P. 7016–7025. https://doi.org/10.3168/jds.2017-12566; Sensitive and rapid visual detection of Salmonella Typhimurium in milk based on recombinase polymerase amplification with lateral flow dipsticks / J. Hu [et al.] // J. Microbiol. Methods. – 2019. – Vol. 158. – P. 25–32. https://doi.org/10.1016/j.mimet.2019.01.018; Europium as a label in time-resolved immunofluorometric assays / I. Hemmilä [et al.] // Anal. Biochem. – 1984. – Vol. 137, № 2. – P. 335–343. https://doi.org/10.1016/0003-2697(84)90095-2; Гарбуз, О. С. Лантанидный иммунофлуориметрический анализ: научные основы и технические принципы / О. С. Гарбуз, О. В. Свиридов // ARSmedica. – 2011. – № 13. – С. 51–61.; Функционализированные металлохелаты на основе диэтилентриаминтетрауксусной кислоты для химической модификации белков и малых биомолекул / О. С. Куприенко [и др.] // Биоорг. химия. – 2015. – Т. 41, № 6. – С. 675–685. https://doi.org/10.7868/S013234231506007X; Frens, G. Controlled nucleation for the regulation of the particle size in monodisperse gold suspensions / G. Frens // Nat. Phys. Sci. – 1973. – Vol. 241, № 105. – P. 20–22. https://doi.org/10.1038/physci241020a0; Lateral flow immunoassay for rapid qualitative and quantitative control of the veterinary drug bacitracin in milk / N. A. Byzova [et al.] // Microchem. J. – 2020. – Vol. 156. – Article 104884. https://doi.org/10.1016/j.microc.2020.104884; Hermanson, G. T. Bioconjugate Techniques / G. T. Hermanson. – Elsevier, 1996. – 814 p. https://doi.org/10.1016/0890-8508(92)90002-f; Galán, J. E. Cloning and molecular characterization of genes whose products allow Salmonella Typhimurium to penetrate tissue culture cells / J. E. Galán, R. Curtiss // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. – 1989. – Vol. 86, № 16. – P. 6383–6387. https://doi.org/10.1073/pnas.86.16.6383; Amplification of an invA gene sequence of Salmonella Typhimurium by polymerase chain reaction as a specific method of detection of Salmonella / K. Rahn [et al.] // Mol. Cell. Probes. – 1992. – Vol. 6, № 4. – P. 271–279. https://doi.org/10.1016/0890-8508(92)90002-f; Nucleic acid lateral flow assay with recombinase polymerase amplification: solutions for high-sensitive detection of RNA virus // A. V. Ivanov [et al.] // Talanta. – 2020. – Vol. 210. – Article 120616. https://doi.org/10.1016/j.talanta.2019.120616; Moon, Y.-J. A review of isothermal amplification methods and food-origin inhibitors against detecting food-borne pathogens / Y.-J. Moon, S.-Y. Lee, S.-W. Oh // Foods. – 2022. – Vol. 11, № 3. – P. 322–337. https://doi.org/10.3390/foods11030322; An оverview for the nanoparticles-based quantitative lateral flow assay // Z. Wang [et al.] // Small methods. – 2022. – Vol. 6, № 1. – Article 2101143. https://doi.org/10.1002/smtd.202101143; https://vestichem.belnauka.by/jour/article/view/917
-
13Academic Journal
Authors: N. A. Netesova, M. A. Abdurashitov, T. G. Samartseva, O. V. Klimovich, A. S. Oksanich, Е. V. Otrashevskaia, G. M. Ignatyev, Н. А. Нетесова, М. А. Абдурашитов, Т. Г. Самарцева, О. В. Климович, А. С. Оксанич, Е. В. Отрашевская, Г. М. Игнатьев
Contributors: The study was carried out with the financial support of the Russian Science Foundation under grant No. 22-14-00184, Работа выполнена при финансовой поддержке гранта РНФ 22-14-00184
Source: Biological Products. Prevention, Diagnosis, Treatment; Том 24, № 3 (2024); 270-278 ; БИОпрепараты. Профилактика, диагностика, лечение; Том 24, № 3 (2024); 270-278 ; 2619-1156 ; 2221-996X ; 10.30895/2221-996X-2024-24-3
Subject Terms: генотипирование, reverse transcription polymerase chain reaction, restriction fragment length polymorphism, genotyping, полимеразная цепная реакция с обратной транскрипцией, метод полиморфизма длин рестрикционных фрагментов
File Description: application/pdf
Relation: https://www.biopreparations.ru/jour/article/view/559/913; https://www.biopreparations.ru/jour/article/view/559/958; https://www.biopreparations.ru/jour/article/downloadSuppFile/559/819; https://www.biopreparations.ru/jour/article/downloadSuppFile/559/908; https://www.biopreparations.ru/jour/article/downloadSuppFile/559/909; https://www.biopreparations.ru/jour/article/downloadSuppFile/559/910; https://www.biopreparations.ru/jour/article/downloadSuppFile/559/911; Burt FJ, Chen W, Miner JJ, Lenschow DJ, Merits A, Schnettler E, et al. Chikungunya virus: an update on the biology and pathogenesis of this emerging pathogen. Lancet Infect Dis. 2017;17(4):e107–17. https://doi.org/10.1016/s1473-3099(16)30385-1; Simo FBN, Burt FJ, Makoah NA. Chikungunya virus diagnosis: a review of current antigen detection methods. Trop Med Infect Dis. 2023;8(7):365. https://doi.org/10.3390/tropicalmed8070365; Cunha MS, Costa PAG, Correa IA, de Souza MRM, Calil PT, Duarte da Silva GP, et al. Chikungunya virus: an emergent arbovirus to the South American continent and a continuous threat to the world. Front Microbiol. 2020;11:1297. https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.01297; Tanabe ELL, Tanabe ISB, Santos ECD, Marques JPDS, Borges AA, Lima MC, et al. Report of East-Central South African Chikungunya virus genotype during the 2016 outbreak in the Alagoas State, Brazil. Rev Inst Med Trop Sao Paulo. 2018;60:e19. https://doi.org/10.1590/s1678-9946201860019; Panning M, Grywna K, Van Esbroeck M, Emmerich P, Drosten C. Chikungunya fever in travelers returning to Eu rope from the Indian Ocean region, 2006. Emerg Infect Dis. 2008;14(3):416–22. https://doi.org/10.3201/eid1403.070906; Lessa-Aquino C, Trinta KS, Pestana CP, Ribeiro MO, Sucupira MVF, Boia MN, et al. Detection of East/Central/ South African genotype Chikungunya virus during an outbreak in a southeastern state of Brazil. Epidemiol Infect. 2018;146(16):2056–58. https://doi.org/10.1017/s0950268818002467; Vega-Rua A, Zouache K, Caro V, Diancourt L, Delaunay P, Grandadam M, et al. High efficiency of temperate Aedes albopictus to transmit Chikungunya and dengue viruses in the Southeast of France. PLoS One. 2013;8(3):e59716. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0059716; Mattar S, Miranda J, Pinzon H, Tique V, Bolanos A, Aponte J, et al. Outbreak of Chikungunya virus in the north Carib bean area of Colombia: clinical presentation and phylogenetic analysis. J Infect Dev Ctries. 2015;9(10):1126–32. https://doi.org/10.3855/jidc.6670; Johnson BW, Russell BJ, Goodman CH. Laboratory diagnosis of Chikungunya virus infections and commercial sources for diagnostic assays. J Infect Dis. 2016;214(suppl 5):S471–4. https://doi.org/10.1093/infdis/jiw274; Waggoner JJ, Ballesteros G, Gresh L, Mohamed-Hadley A, Tellez Y, Sahoo MK, et al. Clinical evaluation of a single-reaction real-time RT-PCR for pan-dengue and Chikungunya virus detection. J Clin Virol. 2016;78:57–61. https://doi.org/10.1016/j.jcv.2016.01.007; Carletti F, Bordi L, Chiappini R, Ippolito G, Sciarrone MR, Capobianchi MR, et al. Rapid detection and quantification of Chikungunya virus by a one-step reverse transcription polymerase chain reaction real-time assay. Am J Trop Med Hyg. 2007;77(3):521–4. https://doi.org/10.4269/ajtmh.2007.77.521; Cecilia D, Kakade M, Alagarasu K, Patil J, Salunke A, Parashar D, Shah PS. Development of a multiplex real-time RT-PCR assay for simultaneous detection of dengue and Chikungunya viruses. Arch Virol. 2015;160(1):323–7. https://doi.org/10.1007/s00705-014-2217-x; Кулак МВ, Белавин ПА, Нетесова НА, Юнасова ТН, Голикова ЛН, Бектемиров ТА, Игнатьев ГМ. Дифференциация вакцинного штамма Л-3 от других штаммов вируса паротита методом ОТ-ПЦР. БИОпрепараты. Профилактика, диагностика, лечение. 2008;(4):7–10. EDN: SATPMF; Игнатьев ГМ, Отрашевская ЕВ, Суханова ЛЛ, Сидоренко ЕС, Нетесова НА. Молекулярно-генетическое исследование штамма RA-27/3, используемого для производства вакцины против краснухи. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2019;96(4):38–46. https://doi.org/10.36233/0372-9311-2019-4-38-46; Игнатьев ГМ, Отрашевская ЕВ, Суханова ЛЛ, Сидоренко ЕС, Нетесова НА. Молекулярно-генетическое исследование штамма Ленинград-16, используемого для производства вакцины кори. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2020;(2):182–9. https://doi.org/10.36233/0372-9311-2020-97-2-182-189; https://www.biopreparations.ru/jour/article/view/559
-
14Academic Journal
Authors: Boyarskih U.A., Kechin A.A., Zyuzyukina A.V., Khrapov Y.A., Oscorbin I.P., Alexeenok Y.Y., Avdiyuk G.A., Zukov R.A., Kushlinskii N.E., Filipenko M.L.
Contributors: 0
Source: Almanac of Clinical Medicine; Vol 52, No 3 (2024); 132-139 ; Альманах клинической медицины; Vol 52, No 3 (2024); 132-139 ; 2587-9294 ; 2072-0505
Subject Terms: PIK3CA, NGS, allele specific polymerase chain reaction, breast cancer, somatic mutations, аллель-специфичная полимеразная цепная реакция, рак молочной железы (РМЖ), соматические мутации
File Description: application/pdf
Relation: https://almclinmed.ru/jour/article/view/17228/1677; https://almclinmed.ru/jour/article/downloadSuppFile/17228/160113; https://almclinmed.ru/jour/article/downloadSuppFile/17228/160114; https://almclinmed.ru/jour/article/view/17228
-
15Academic Journal
Authors: T. Yu. Agafonova, N. N. Elovikova, O. V. Bronnikova, D. A. Golyadinets, Т. Ю. Агафонова, Н. Н. Еловикова, О. В. Бронникова, Д. А. Голядинец
Source: The Russian Archives of Internal Medicine; Том 14, № 2 (2024); 108-115 ; Архивъ внутренней медицины; Том 14, № 2 (2024); 108-115 ; 2411-6564 ; 2226-6704
Subject Terms: факторы риска, dynamics, polymerase chain reaction, risk factors, динамика, полимеразная цепная реакция
File Description: application/pdf
Relation: https://www.medarhive.ru/jour/article/view/1749/1305; https://www.medarhive.ru/jour/article/view/1749/1313; NICE guideline [NG188]. COVID-19 rapid guideline: managing the long-term effects of COVID-19; Published: 18 December 2020 Last updated: 25 January 2024. [Electronic resource]. URL: https://www.nice.org.uk/guidance/ng188 (date of the application: 26.01.2024); Varisco B. , Bai F., Benedittis S. EuCARE-POSTCOVID Study: a multicentre cohort study on long-term post-COVID-19 manifestations. BMC Infect Dis. 2023; 23(1): 684. doi:10.1186/s12879-023-08595-0; Nalbandian A., Desai A., Wan E. et al. Post-COVID-19 Condition. Annu Rev Med. 2023; 74: 55-64. doi:10.1146/annurev-med-043021-030635; Hanson S.W., Abbafati C., Aerts J.G. Estimated Global Proportions of Individuals With Persistent Fatigue, Cognitive, and Respiratory Symptom Clusters Following Symptomatic COVID-19 in 2020 and 2021 JAMA. 2022; 328(16): 1604-1615. doi:10.1001/jama.2022.18931; Амиров Н.Б., Давлетшина Э.И., Васильева А.Г. и др. Постковидный синдром: мультисистемные «дефициты». Вестник современной клинической медицины. 2021; 14(6): 94-104. doi:10.20969/VSKM.2021.14(6).94-104; Tajer C., Martínez M.J., Mariani J. et al. Post COVID-19 syndrome. Severity and evolution in 4673 health care workers. Medicina (B Aires). 2023; 83(5): 669-682. PMID: 37870325; Staffolani S., Iencinella V. , Cimatti M. et al. Long COVID-19 syndrome as a fourth phase of SARS-CoV-2 infection. Infez Med. 2022; 30(1): 22-29. doi:10.53854/liim-3001-3; Shin J.Y. Long COVID or post-COVID-19 syndrome: putative pathophysiology, risk factors, and treatments. Infectious diseases. 2021; 53(10): 737-754. doi:10.1080/23744235.2021.1924397.; Morioka S., Tsuzuki S., T Maruki et al. Epidemiology of post-COVID conditions beyond 1 year: a cross-sectional study. Public Health. 2023; 216:39-44. doi:10.1016/j.puhe.2023.01.008; Tamasi J., Kalabay L. Monitoring the development of post-COVID–19 syndrome. Orvosi hetilap. 2022; 163(9): 335-342. doi:10.1556/650.2022.32432; Гуляев П.В., Реснянская С.В., Старовская И.В. Выявление постковидного синдрома у пациентов, перенесших новую коронавирусную инфекцию. Современные проблемы здравоохранения и медицинской статистики. 2022; (2): 107-128. doi:10.24412/2312-2935-2022-2-107-128; Lippi G., Mullier F., Favaloro E.J. D-dimer: old dogmas, new (COVID-19) tricks. Clinical chemistry and laboratory medicine. 2022;14; 61(5): 841-850. doi:10.1515/cclm-2022-0633; Николаев Н.А., Драпкина О.М., Ливзан М.А. Исследование «МАРКИЗ»: скрининг постковидного синдрома с использованием анкеты выявления симптомов и факторов риска неинфекционных заболеваний. Кардиоваскулярная терапия и профилактика. 2022; 21(12): 190-200. doi:10.15829/1728-8800-2022-3484; Antar A.A. R , Tong Yu., Demko Z. O et al. Long COVID brain fog and muscle pain are associated with longer time to clearance of SARS-CoV-2 RNA from the upper respiratory tract during acute infection. Front Immunol. 2023; 14: 1147549. doi:10.3389/fimmu.2023.1147549; Pink I., Welte T. Frequency, spectrum and risk factors of long COVID. Inn Med (Heidelb). 2022; 63(8): 813-818. doi:10.1007/s00108-022-01370-4; https://www.medarhive.ru/jour/article/view/1749
-
16Academic Journal
Source: Ukrainian Journal «Health of Woman»; No. 5(168) (2023): Ukrainian Journal Health of Woman; 34-41
Ukrainian Journal «Health of Woman»; № 5(168) (2023): Ukrainian Journal Health of Woman; 34-41
Український журнал "Здоров'я жінки"; № 5(168) (2023): Український журнал Здоров’я жінки; 34-41Subject Terms: ранние репродуктивные потери, 25(ОН)D deficiency, ПЦР (полимеразная цепная реакция), vitamin D deficiency, недостаточность витамина D, early reproductive losses, PCR (polymerase chain reaction), недостатність вітаміну D, ПЛР (полімеразна ланцюгова реакція), recurrent miscarriage, привычное невынашивание, дефіцит 25(ОН)D, звичне невиношування, вагітність, pregnancy, дефицит 25(ОН)D, ранні репродуктивні втрати, беременность
File Description: application/pdf
-
17Academic Journal
Source: Интегративная физиология, Vol 4, Iss 3 (2023)
-
18Academic Journal
Authors: Golka, G.G., Vesnin, V.V., Oliynyk, A.O., Fadeev, O.G., Khanyk, T.Ya.
Source: TRAUMA; Том 20, № 2 (2019); 96-101
ТРАВМА; Том 20, № 2 (2019); 96-101Subject Terms: 03 medical and health sciences, etiological diagnosis of tuberculous spondylitis, biopsy, polymerase chain reaction, bacteriological diagnosis, 0302 clinical medicine, етіологічна діагностика туберкульозного спондиліту, біопсія, полімеразна ланцюгова реакція, бактеріологічна діагностика, этиологическая диагностика туберкулезного спондилита, биопсия, полимеразная цепная реакция, бактериологическая диагностика, 3. Good health
File Description: application/pdf
-
19Academic Journal
Source: Клиническая инфектология и паразитология. :104-112
Subject Terms: 0301 basic medicine, serological tests, 0303 health sciences, РНК-содержащий новый коронавирус, полимеразная цепная реакция (ПЦР), иммуноферментный анализ (ИФА), серологические тесты, RNA-containing novel coronavirus, COVID-19, novel coronavirus infection, 3. Good health, 03 medical and health sciences, polymerase chain reaction (PCR), enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA), новая коронавирусная инфекция
-
20