Search Results - "молекулярные методы"

1

Academic Journal

Epidemiological Surveillance of Tuberculosis: from Molecular Methods to Genomic Studies ; Эпидемиологический надзор за туберкулезом: от молекулярных методов к геномным исследованиям

Authors: O. B. Ogarkov, E. D. Savilov, S. N. Zhdanova, О. Б. Огарков, Е. Д. Савилов, С. Н. Жданова

Source: Epidemiology and Vaccinal Prevention; Том 22, № 6 (2023); 155-161 ; Эпидемиология и Вакцинопрофилактика; Том 22, № 6 (2023); 155-161 ; 2619-0494 ; 2073-3046

Subject Terms: геномные исследования, epidemiological surveillance, molecular methods, genomic studies, эпидемиологический надзор, молекулярные методы

File Description: application/pdf

Relation: https://www.epidemvac.ru/jour/article/view/1916/1000; Брико Н.И., Покровский В.И. Глобализация и эпидемический процесс // Эпидемиология и инфекционные болезни. - 2010. -№ 4 - С. 4–10.; Брико Н. И., Онищенко В. И., Покровский В. И. Руководство по эпидемиологии инфекционных болезней. Москва: Издательство «Медицинское информационное агентство» 2019.Т.1.С.46.; Савилов Е. Д. Общая эпидемиология: курс лекций. Москва: Издательство «Медицинское информационное агентство». 2020. 432 с.; European Centre for Disease Prevention and Control. ECDC roadmap for integration of molecular and genomic typing into European-level surveillance and epidemic preparedness – Version 2.1, 2016-19. Stockholm: ECDC; 2016. ISBN 978-92-9193-884-1 Available at: https://ecdc.europa.eu/sites/portal/files/media/en/publications/Publications/molecular-typing-EU-surveillance-epidemic-preparedness-2016-19-roadmap.pdf. 3 April. 2023; European Centre for Disease Prevention and Control. ECDC strategic framework for the integration of molecular and genomic typing into European surveillance and multicountry outbreak investigations. 2019–2021. Stockholm: ECDC; 2019. ISBN 978-92-9498-310-7. doi 10.2900/805317; Andrés M, van der Werf M.J., Ködmön C., et al. Survey study group. Molecular and genomic typing for tuberculosis surveillance: A survey study in 26 European countries. PLoS One. 2019;14(3):e0210080. doi:10.1371/journal.pone.0210080.; Rado T.A., Bates J.H., Engel H.W., et al. World Health Organization studies on bacteriophage typing of mycobacteria. Subdivision of the species Mycobacterium tuberculosis. Am Rev Respir Dis. 1975;111(4):459–68. doi:10.1164/arrd.1975.111.4.459.; Cave M.D., Eisenach K.D., McDermott P.F., et al. IS6110: conservation of sequence in the Mycobacterium tuberculosis complex and its utilization in DNA fingerprinting. Mol. Cell Probes. 1991;5(1):73–80. doi:10.1016/0890-8508(91)90040-q.; Groenen P.M., Bunschoten A.E., van Soolingen D., van Embden J.D. Nature of DNA polymorphism in the direct repeat cluster of Mycobacterium tuberculosis; application for strain differentiation by a novel typing method. Mol. Microbiol. 1993.10(5):1057–65. doi:10.1111/j.1365-2958.1993.tb00976.x.; Kamerbeek J., Schouls L., Kolk A., et al. Simultaneous detection and strain differentiation of Mycobacterium tuberculosis for diagnosis and epidemiology. J. Clin. Microbiol. 1997. 35(4):907–14. doi:10.1128/jcm.35.4.907-914.1997.; Edlin B.R., Tokars J.I., Grieco M.H., et al. An outbreak of multidrug-resistant tuberculosis among hospitalized patients with the acquired immunodeficiency syndrome. N. Engl.J. Med. 1992. 4;326(23):1514–21. doi:10.1056/NEJM199206043262302.; Kurepina N.E., Sreevatsan S., Plikaytis B.B., et al. Characterization of the phylogenetic distribution and chromosomal insertion sites of five IS6110 elements in Mycobacterium tuberculosis: non-random integration in the dnaA-dnaN region. Tuber. Lung. Dis. 1998. 79(1):31–42. doi:10.1054/tuld.1998.0003; Bifani P.J., Mathema B., Kurepina N.E., Kreiswirth B.N. Global dissemination of the Mycobacterium tuberculosis W-Beijing family strains. Trends Microbiol. 2002 . 10(1):45–52. doi:10.1016/s0966-842x(01)02277-6.; Нарвская О. В., Мокроусов И. В., Оттен Т. Ф., Вишневский Б. И. Генетическое маркирование полирезистентных штаммов Мycobacterium tuberculosis, выделенных на Северо-Западе России. // Туберкулез и болезни легких. 1999. - № 1. - С. 39–41; Hirsh A.E., Tsolaki A.G., DeRiemer K., et al. Stable association between strains of Mycobacterium tuberculosis and their human host populations. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2004 . 6;101(14):4871–6. doi:10.1073/pnas.0305627101.; Tsolaki A.G., Hirsh A.E., DeRiemer K., et al. Functional and evolutionary genomics of Mycobacterium tuberculosis: insights from genomic deletions in 100 strains Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2004 6;101(14):4865–70. doi:10.1073/pnas.0305634101.; Gagneux S., DeRiemer K., Van T., et al. Variable host-pathogen compatibility in Mycobacterium tuberculosis. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2006. 21;103(8):2869–73. doi:10.1073/pnas.0511240103.; European Centre for Disease Prevention and Control/WHO Regional Office for Europe. Tuberculosis surveillance in Europe 2009. Stockholm: European Centre for Disease Prevention and Control. ISBN 978-92-9193-237-5 ISSN 1635-270X DOI 10.2900/37573; Supply P., Allix C., Lesjean S., et al. Proposal for standardization of optimized mycobacterial interspersed repetitive unit-variable-number tandem repeat typing of Mycobacterium tuberculosis. J. Clin. Microbiol. 2006. 44(12):4498–510. doi:10.1128/JCM.01392-06; Struelens M. J., Brisse S. From molecular to genomic epidemiology: transforming surveillance and control of infectious diseases. Euro Surveill. 2013. 18(4):pii=20386. doi. org/10.2807/ese.18.04.20386-en; Mokrousov I. Current topics of molecular mycobacteriology. Infect. Genet. Evol. 2019.73:132–138. doi:10.1016/j.meegid.2019.04.027.; Mokrousov I., Otten T., Vyazovaya A., et al. PCR-based methodology for detecting multidrug-resistant strains of Mycobacterium tuberculosis Beijing family circulating in Russia. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2003. 22(6):342–8. doi:10.1007/s10096-003-0944-0.; García De Viedma, D., Pérez-Lago, L. The evolution of genotyping strategies to detect, analyze, and control transmission of tuberculosis. Microbiology spectrum. 2018. 6(5), 6–5. doi:10.1128/microbiolspec.MTBP-0002-2016; Дымова М. А., Ляшенко А. А., Потейко П. И. и др. Генетическое разнообразие штаммов Mycobacterium tuberculosis, циркулирующих на территории Харьковской области Украины // Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. – 2011. – Т. 26, №. 1. – С. 19–23.; Умпелева Т. В., Кравченко М. А., Еремеева Н. И. И др. Молекулярно-генетическая характеристика штаммов Мycobacterium tuberculosis, циркулирующих на территории уральского региона России // Инфекция и иммунитет. - 2013. - Т. 3, № 1. - С. 21–28.; Casali N., Nikolayevskyy V., Balabanova Y., et al. Microevolution of extensively drug-resistant tuberculosis in Russia. Genome Res. 2012. №22(4). Р. 735–45. doi:10.1101/gr.128678.111.; Casali N., Nikolayevskyy V., Balabanova Y., et al. Evolution and transmission of drug-resistant tuberculosis in a Russian population. Nat. Genet. 2014. № 46. Р. 279–286. doi:10.1038/ng.2878; Mokrousov I., Vyazovaya A., Otten T., et al. Mycobacterium tuberculosis population in northwestern Russia: an update from Russian-EU/Latvian border region. PLoS One. 2012. № 7(7). e41318. doi:10.1371/journal.pone.0041318.; Mokrousov I., Narvskaya O., Vyazovaya A., et al Russian «successful» clone B0/W148 of Mycobacterium tuberculosis Beijing genotype: a multiplex PCR assay for rapid detection and global screening. Journal of Clinical Microbiology. 2012. Vol.50, №11. Р. 3757–3759. doi:10.1128/JCM.02001-12.; Mokrousov I., Vyazovaya A., Otten T., et al. Mycobacterium tuberculosis population in northwestern Russia: an update from Russian-EU/Latvian border region . PLoS One. 2012. №7. e41318. doi:10.1371/journal.pone.0041318.; Mokrousov I. Insights into the origin, emergence, and current spread of a successful Russian clone of Mycobacterium tuberculosis. Clin. Microbiol. Rev. 2013. № 26. Р. 342–360.; Mokrousov I. Mycobacterium tuberculosis phylogeography in the context of human migration and pathogen’s pathobiology: Insights from Beijing and Ural families. Tuberculosis (Edinb). 2015. № 95, Suppl 1:S167–176.; Zhdanova S, Heysell SK, Ogarkov O, et al. Primary multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis in 2 regions, Eastern Siberia, Russian Federation. Emerg. Infect. Dis. 2013. 19(10):1649–52. doi:10.3201/eid1910.121108.; Coll F, McNerney R, Guerra-Assunção JA, et al. A robust SNP barcode for typing Mycobacterium tuberculosis complex strains. Nat Commun. 2014.5:4812. doi:10.1038/ncomms5812.; Napier G, Campino S, Merid Y, et al. Robust barcoding and identification of Mycobacterium tuberculosis lineages for epidemiological and clinical studies. Genome Med. 2020. 12(1):114. doi:10.1186/s13073-020-00817-3.; Sinkov V, Ogarkov O, Mokrousov I, et al. New epidemic cluster of pre-extensively drug resistant isolates of Mycobacterium tuberculosis Ural family emerging in Eastern Europe. BMC Genomics. 2018. 19(1):762. doi:10.1186/s12864-018-5162-3; Жданова С. Н., Огарков О. Б., Степаненко Л. А. и др. Применение делеционного анализа по RD105 для выявления генотипа Пекин Mycobacterium tuberculosis. // Бюллетень Восточно-Сибирского научного центра Сибирского отделения Российской академии медицинских наук. - 2011. -№ 2 (78). - С. 194–197.; Синьков В. В., Савилов Е. Д., Огарков О. Б. Реконструкция эпидемической истории «Пекинского» генотипа Mycobacterium tuberculosis в России и странах бывшего СССР по результатам сполиготипирования. // Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. - 2011. -№ 3. - С. 25–29.; Синьков В. В., Савилов Е. Д., Огарков О. Б. Эпидемиология туберкулёза в России: молекулярные и исторические доказательства в пользу сценария распространения пекинского генотипа M. tuberculosis в XX в // Туберкулез и болезни легких. – 2012. – № 3. – С. 57–62.; Огарков О. Б., Медведева Т. В., Zozio T. и др. Молекулярное типирование штаммов микобактерий туберкулеза в Иркутской области (Восточная Сибирь) в 2000-2005 гг. // Молекулярная медицина. – 2007. – № 2. – С. 33–38.; Shitikov E., Vyazovaya A., Malakhova M., et al. Simple Assay for Detection of the Central Asia Outbreak Clade of the Mycobacterium tuberculosis Beijing Genotype. J. Clin. Microbiol. 2019. 25;57(7):e00215–19. doi:10.1128/JCM.00215-19.; Vinogradova T, Dogonadze M, Zabolotnykh N, et al. Extremely lethal and hypervirulent Mycobacterium tuberculosis strain cluster emerging in Far East, Russia. Emerg Microbes Infect. 2021.10(1):1691–1701. doi:10.1080/22221751.2021.1967704.; Жданова С. Н., Огарков О. Б., Винокурова М. К. и др. Моделирование эпидемического распространения генотипа Beijing Mycobacterium tuberculosis в Республике Саха (Якутия) // Туберкулёз и болезни лёгких. –2017. – Т. 95, № 7. – С. 40–47. DOI:10.21292/2075-1230-2017-95-7-40-47; Zhdanova S, Mokrousov I, Orlova E, et al. Transborder molecular analysis of drug-resistant tuberculosis in Mongolia and Eastern Siberia, Russia. Transbound. Emerg .Dis. 2022. 69(5):e1800–e1814. doi:10.1111/tbed.14515; Mokrousov I. The quiet and controversial: Ural family of Mycobacterium tuberculosis. Infect. Genet. Evol. 2012. 12(4):619–29. doi:10.1016/j.meegid.2011.09.026.; Жданова С. Н., Огарков О. Б., Алексеева Г. И. и др. Генетическое разнообразие изолятов микобактерий туберкулеза из республики Саха (Якутия), Россия. // Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. -2016. -Т. 34. № 2. - С. 43–48.; Савилов Е. Д., Брико Н. И., Круликовский А. И. Становление междисциплинарного взаимодействия эпидемиологии и патологической физиологии в период постнеклассического развития науки // Вестник Российской академии медицинских наук. - 2022. - Т. 77. - №3. - C. 230–237. doi:10.15690/vramn2011; https://www.epidemvac.ru/jour/article/view/1916

Availability: https://www.epidemvac.ru/jour/article/view/1916
https://doi.org/10.31631/2073-3046-2023-22-6-155-161

View record from BASE

2

Academic Journal

Profile of gene mutations responsible for M.tuberculosis resistance to antituberculosis drugs. ; PROFILUL MUTAȚIILOR GENICE RESPONSABILE DE REZISTENȚA M.TUBERCULOSIS CĂTRE PREPARATELE ANTITUBERCULOASE ; Профиль мутаций генов, ответственных за устойчивость M.tuberculosis к противотуберкулезным препаратам.

Authors: CIOBANU, Nelly

Source: Bulletin of the Academy of Sciences of Moldova. Medical Sciences; Vol. 77 No. 3 (2023): Medical Sciences; 74-77 ; Buletinul Academiei de Științe a Moldovei. Științe medicale; Vol. 77 Nr. 3 (2023): Ştiinţe medicale; 74-77 ; Вестник Академии Наук Молдовы. Медицина; Том 77 № 3 (2023): Медицина; 74-77 ; 1857-0011

Subject Terms: микобактерии туберкулеза, туберкулез с множественной лекарственной устойчивостью, туберкулез с широкой лекарственной устойчивостью, тестирование на чувствительность к лекарственным средствам, молекулярные методы, mycobacterium tuberculosis, tuberculoza cu rezistență multiplă, tuberculoza cu rezistență extinsă la medicamente, testarea sensibilității către medicamente, metode molecular genetice, multidrug-resistant tuberculosis, tuberculosis with extensive drug resistance, drug sensitivity testing, molecular methods

File Description: application/pdf

Relation: https://bulmed.md/bulmed/article/view/3547/3550; https://bulmed.md/bulmed/article/view/3547

Availability: https://bulmed.md/bulmed/article/view/3547
https://doi.org/10.52692/1857-0011.2023.3-77.11

View record from BASE

3

Academic Journal

STUDYING THE POSSIBILITY OF BOVINE LEUKEMIA VIRUS RESERVATION IN IMAGO

Source: Вестник Бурятской государственной сельскохозяйственной академии имени В. Р. Филиппова. :40-47

Subject Terms: 2. Zero hunger, иксодовые клещи, лейкоз крупного рогатого скота, резервация, молекулярные методы диагностики, 3. Good health

4

Academic Journal

Informativity of Locally Estimated Odd-Numbered Higher Fatty Acids for Differential Diagnosis of HSIL and Cervical Cancer ; Информативность использования определения высших жирных кислот с нечетным числом атомов углерода на локальном уровне в качестве дифференциальных критериев H-SIL и рака шейки матки

Authors: E. V. Kayukova, T. E. Belokrinitskaya, A. M. Ziganshin, V. A. Mudrov, Е. В. Каюкова, Т. Е. Белокриницкая, А. М. Зиганшин, В. А. Мудров

Contributors: This work was founded by the grant from the President of the Russian Federation for state support of young Russian scientists MK-6143.2018.7 (Agreement No.075-02-2018-547)., Работа выполнена при финансовой поддержке гранта президента Российской Федерации для государственной поддержки молодых российских ученых МК-6143.2018.7 (соглашение № 075-02-2018-547)

Source: Creative surgery and oncology; Том 12, № 2 (2022); 93-97 ; Креативная хирургия и онкология; Том 12, № 2 (2022); 93-97 ; 2076-3093 ; 2307-0501

Subject Terms: молекулярные маркеры, squamous intraepithelial lesions, odd-numbered higher fatty acids, gas-liquid chromatography, molecular diagnostic methods, molecular markers, плоскоклеточные интраэпителиальные поражения, высшие жирные кислоты с нечетным числом атомов углерода, газово-жидкостная хроматография, молекулярные методы диагностики

File Description: application/pdf

Relation: https://www.surgonco.ru/jour/article/view/688/491; Jain M.A., Limaiem F. Cervical intraepithelial squamous cell lesion. [Updated 2022 May 9]. In: StatPearls [Internet]. Treasure Island (FL): StatPearls Publishing; 2022 Jan-. Available from: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK559075/; Краснопольский В.И., Зароченцева Н.В., Ашрафян Л.А., Киселев В.И., Джиджихия Л.К., Баранов И.И. и др. CIN II: современные направления в диагностике и лечении. Акушерство и гинекология. 2020;S1:18–25. DOI:10.18565/aig.2020.1suppl.18-25; Сухих Г.Т., Ашрафян Л.А., Кузнецов И.Н. Ранняя диагностика основных локализаций рака органов репродуктивной системы у женщин: проблемы и перспективы. Доктор.Ру. 2018;2(146):6–9.; Новик В.И. Уточняющая цитологическая диагностика цервикальной интраэпителиальной неоплазии шейки матки с использованием анализа микроизображений. Опухоли женской репродуктивной системы 2019;15(3):24–31. DOI:10.17650/1994-4098-2019-15-3-24-31; Koundouros N., Poulogiannis G. Reprogramming of fatty acid metabolism in cancer. Br J Cancer. 2020;122(1):4–22. DOI:10.1038/s41416-019-0650-z; Tang Y., Zhou J., Hooi S.C., Jiang Y.M., Lu G.D. Fatty acid activation in carcinogenesis and cancer development: Essential roles of long-chain acyl-CoA synthetases. Oncol Lett. 2018;16(2):1390–6. DOI:10.3892/ol.2018.8843; Хышиктуев Б.С., Каюкова Е.В. Патогенетические аспекты участия жирных кислот в опухолевом процессе. Забайкальский медицинский вестник. 2013;2:166–81.; Каюкова Е.В., Белокриницкая Т.Е., Терешков П.П., Шолохов Л.Ф. Статус высших жирных кислот клеток экзоцервикса при дис- и неопластической трансформации. Фундаментальная и клиническая медицина. 2018;3(3):35–44. DOI:10.23946/2500-0764-2018-3-3-35-44; Lang T.A., Altman D.G. Statistical analyses and methods in the published literature: The SAMPL guidelines. Medical Writing. 2016;25(3):31–6. DOI:10.18243/eon/2016.9.7.4; Алимова Е.К., Астватсатурян А.Т. Метаболизм жирных кислот с нечетным числом атомов углерода. Украинский биохимический журнал. 1984;56(3):309–17; Tagliamonte B., Tomassi G. Fatty acids with an odd number of carbon atoms: metabolic and nutritional aspects. S TA NU. 1976;6(1):7–12. PMID: 790523; Каюкова Е.В., Белокриницкая Т.Е., Терешков П.П. Влияние пропионата на спектр высших жирных кислот в клетках шейки матки при дис- и неопластической трансформации. Успехи молекулярной онкологии. 2018;5(2):31–41. DOI:10.17650/2313-805X-2018-5-2-31-41; Ferreri С., Sansone A., Ferreri R., Amézaga J., Tueros I. Fatty acids and membrane lipidomics in oncology: a cross-road of nutritional, signaling and metabolic pathways. Metabolites. 2020;10(9):345. DOI:10.3390/metabo10090345; Bergers G., Fendt S. The metabolism of cancer cells during metastasis. Nat Rev Cancer. 2021;21(3):162–80. DOI:10.1038/s41568-020-00320-2; Corn K.C., Windham M.A., Rafat M. Lipids in the tumor microenvironment: From cancer progression to treatment. Prog Lipid Res. 2020;80:101055. DOI:10.1016/j.plipres.2020.101055; https://www.surgonco.ru/jour/article/view/688

Availability: https://www.surgonco.ru/jour/article/view/688
https://doi.org/10.24060/2076-3093-2022-12-2-93-97

View record from BASE

5

Conference

К истории развития молекулярно-генетических технологий на Урале

Authors: Voronina, L. I., Zaitseva, E. V.

Subject Terms: ИССЛЕДОВАНИЯ, ИНСТИТУЦИОНАЛЬНЫЕ УСЛОВИЯ, GENES, ГЕНЫ, MOLECULAR GENETIC TECHNOLOGIES, МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКИЕ ТЕХНОЛОГИИ, RESEARCH, MOLECULAR METHODS, INSTITUTIONAL CONDITIONS, МОЛЕКУЛЯРНЫЕ МЕТОДЫ

File Description: application/pdf

Access URL: http://elar.urfu.ru/handle/10995/94372

6

Conference

Изучение бактериозов возбудителей болезней зернобобовых культур и разработка методов их диагностики

Subject Terms: ЛАТЕНТНАЯ ИНФЕКЦИЯ, ТЕСТ-СИСТЕМА, МОЛЕКУЛЯРНЫЕ МЕТОДЫ ДИАГНОСТИКИ, ШТАММ, ПОЛИМЕРАЗНАЯ ЦЕПНАЯ РЕАКЦИЯ (ПЦР), ПРАЙМЕР

File Description: application/pdf

Access URL: http://elar.urfu.ru/handle/10995/86520

7

Academic Journal

Molecular Diagnostics of Histoplasmosis ; Молекулярная диагностика гистоплазмоза

Authors: A. V. Lipnitsky, A. M. Markin, R. S. Surkova, D. V. Victorov, A. V. Toporkov, А. В. Липницкий, А. М. Маркин, Р. С. Суркова, Д. В. Викторов, А. В. Топорков

Source: Problems of Particularly Dangerous Infections; № 3 (2019); 14-18 ; Проблемы особо опасных инфекций; № 3 (2019); 14-18 ; 2658-719X ; 0370-1069 ; 10.21055/0370-1069-2019-3

Subject Terms: ПЦР, Histoplasma capsulatum, molecular methods, PCR, молекулярные методы

File Description: application/pdf

Relation: https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1169/1046; Wheat L.J., Azar M.M., Bahr N.C., Spec A., Relich R.F., Hage C. Histoplasmosis. Infect. Dis. Clin. N. Am. 2016; 30(1):207— 27. DOI:10.1016/i.idc.2015.10.009.; Negroni R. Histoplasmosis en America Latina. Biomedica: revista del Instituto National de Salud. 2011; 31(3):301—4. DOI:10.7705/biomedica.v31i3.597.; Colombo A.L., Tobon A., Restrepo A., Queiroz-Telles F., Nucci M. Epidemiology of endemic systemic fungal infections in Latin America. Med. Mycol. 2011; 49(8):785—98. DOI:10.3109/13693786.2011.577821.; Gopalakrishnan R., Nambi P.S., Ramasubramanian V, Ghafur A., Parameswaran A. Histoplasmosis in India: truly uncommon or uncommonly recognized? J. Assoc. Physicians India. 2012; 60:25—8. PMID: 23777021.; Pan B Chen M., Pan W., Liao W. Histoplasmosis: a new endemic fungal infection in China? Review and analysis of cases. Mycoses. 2013; 56(3):212—21. DOI:10.1111/myc.12029.; Norkaew T., Ohno H., Sriburee P., Tanabe K., Tharavichitkul P., Takarn P., Puengchan T., Bumrungsri S., Miyazaki Y. Detection of environmental sources of Histoplasma capsulatum in Chiang Mai, Thailand, by nested PCR. Mycoathologia. 2013; 176(5—6):395—402. DOI:10.1007/s11046-013-9701-9.; Wang Y, Pan B., Wu J., Bi X., Liao W., Pan W., Gu J. Detection and phylogenetic characterization of a case of Histoplasma capsulatum Infection in mainland China. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2014; 90(6):1180—3. DOI:10.4269/ajtmh.14-0048.; De D., Nath U.K. Disseminated histoplasmosis in immunocompetent individuals — not a so rare entity, in India. Mediterr. J. Hematol. Infect. Dis. 2015; 7(1):e2015028: DOI:10.4084/MJHID.2015.028.; Jung E.J., Park D.W., Choi J.W., Choi W.S. Chronic cavitary pulmonary histoplasmosis in a non-HIV and immunocompromised patient without overseas travel history. Yonsei Med. J. 2015; 56(3):871—4. DOI:10.3349/ymj.2015.56.3.871.; Lofgren S.M., Kirsch E.J., Maro V.P., Morrissey A.B., Msuya L.J., Kinabo G.D., Saganda W., Diefenthal H.C., Ramadhani H.O., Wheat L.J., Crump J.A. Histoplasmosis among hospitalized febrile patients in northern Tanzania. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 2012; 106(8):504—7. DOI:10.1016/j.trstmh.2012.05.009.; Cottle L.E., Gkrania-Klotsas E., Williams H.J., Brindle H.E., Carmichael A.J., Fry G., Beeching N.J. A multinational outbreak of histoplasmosis following a biology field trip in the Ugandan rainforest. J. Travel. Med. 2013; 20(2):83—7. DOI:10.1111/jtm.12012.; Ashbee H.R., Evans E.G., Viviani M.A., Dupont B., Chryssanthou E., Surmont I., Tomsikova A., Vachkov P., Enero B., Zala J., Tintelnot K., The ECMM Working Group on Histoplasmosis. Histoplasmosis in Europe: report on an epidemiological survey from the European Confederation of Medical Mycology Working Group. Med. Mycol. 2008; 46(1):57—65. DOI:10.1080/13693780701591481.; Rodriguez-Tudela J.L., Alastruey-Izquierdo A., Gago S., Cuenca-Estrella M., Leon C., Miro J.M., Nunez Boluda A., Ruiz Camps I., Sole A., Denning D.W., The University of Manchester in association with the LIFE program. Burden of serious fungal infection in Spain. Clin. Microbiol. Infect. 2015; 21(2):183—9. DOI:10.1016/j.cmi.2014.07.013.; Damasceno L.S., Leitao T.M., Taylor M.L., Muniz M.M., Zancope-Oliveira R.M. The use of genetic markers in the molecular epidemiology of histoplasmosis: a systematic review. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2016; 35(1):19—27. DOI:10.1007/s10096-015-2508-5.; Knox K.S., Hage C.A. Histoplasmosis. Proc. Am. Thorac. Soc. 2010; 7(3):169—72. DOI:10.1513/pats.200907-069AL.; Horwath M.C., Fecher R.A., Deepe G.S. Jr. Histoplasma capsulatum, lung infection and immunity. Future Microbiol. 2015; 10(6):967—75. DOI:10.2217/fmb.15.25.; de M. Teixeira M., Patane J.S., Taylor M.L., Gomez B.L., Theodoro R.C., de Hoog S., Engelthaler D.M., Zancope-Oliveira R.M., Felipe M.S., Barker B.M. Worldwide phylogenetic distributions and population dynamics of the genus Histoplasma. PLoS Negl. Trop. Dis. 2016; 10(6):e0004732. DOI:10.1371/journal.pntd.0004732.; Vite-Garin T., Estrada-Barcenas D.A., Cifuentes J., Taylor M.L. The importance of molecular analysis for understanding the genetic diversity ofHistoplasma capsulatum: an overview. Rev. Iberoam. Micol. 2014; 31(1):11—5. DOI:10.1016/j.riam.2013.09.013.; Taylor M.L., Hernandez-Garcia L., Estrada-Barcenas D., Salas-Lizana R., Zancope-Oliveira R.M., de la Cruz G.S., Galvao-Dias M.A., Curiel-Quesada E., Canteros C.E., Bojorquez-Torres G., Bogard-Fuentes C.A., Zamora-Tehozol E. Genetic diversity of Histoplasma capsulatum isolated from infected bats randomly cap-tured in Mexico, Brazil and Argentina, using the polymorphism of (GA) microsatellite and its flanking regions. Fungal Biol. 2012; 116(2):308—17. DOI:10.1016/j.funbio.2011.12.004.; Arunmozhi Balajee S., Hurst S.F., Chang L.S., Miles M., Beeler E., Hale C., Kasuga T., Benedict K., Chiller T., Lindsley M.D. Multilocus sequence typing of Histoplasma capsulatum in formalin-fixed paraffin-embedded tissues from cats living in non-endemic regions reveals a new phylogenetic clade. Med. Mycol. 2013; 51(4):345—51. DOI:10.3109/13693786.2012.733430.; Eisenberg T., Seeger H., Kasuga T., Eskens U., Sauerwald C., Kaim U. Detection and characterization of Histoplasma capsulatum in a German badger (Meles meles) by ITS-sequencing and multilocus sequencing analysis. Med Mycol. 2013; 51(4):337—44. DOI:10.3109/13693786.2012.723831.; Hage C.A., Ribes J.A., Wengenack N.L., Baddour L.M., Assi M., McKinsey D.S., Hammoud K., Alapat D., Babady N.E., Parker M., Fuller D., Noor A., Davis T.E., Rodgers M., Connolly P.A., El Haddad B., Wheat L.J. A multicenter evaluation of tests for diagnosis of histoplasmosis. Clin. Infect. Dis. 2011; 53(5):448—54. DOI:10.1093/cid/cir435.; Hage C.A., Davis T.E., Fuller D., Egan L., Witt J.R. 3rd, Wheat L.J., Knox K.S. Diagnosis of histoplasmosis by antigen detection in BAL fluid. Chest. 2010; 137(3):623—8. DOI:10.1378/chest.09-1702.; Durkin M., Connolly P., Kuberski T., Myers R., Kubak B.M., Bruckner D., Pegues D., Wheat L.J. Diagnosis of coccidioidomycosis with use of the Coccidioides antigen enzyme immunoassay. Clin. Infect. Dis. 2008; 47(8):e69-73. DOI:10.1086/592073.; Frias-De-Leon M.G., Ramtiez-Barcenas J.A., Rodriguez-Arellanes G., Velasco-Castrejon O., Taylor M.L., Reyes-Montes M.D.R. Usefulness of molecular markers in the diagnosis of occupational and recreational histoplasmosis outbreaks. Folia Microbiol. (Praha). 2017; 62(2):111-6. DOI:10.1007/s12223-016-0477-4.; Assi M., Martin S., Wheat L.J., Hage C., Freifeld A., Avery R., Baddley J.W., Vergidis P., Miller R., Andes D., Young J.A., Hammoud K., Huprikar S., McKinsey D., Myint T., Garcia-Diaz J., Esguerra E., Kwak E.J., Morris M., Mullane K.M., Prakash V, Burdette S.D., Sandid M., Dickter J., Ostrander D., Antoun S.A., Kaul D.R. Histoplasmosis after solid organ transplant. Clin. Infect. Dis. 2013; 57(11):1542—9. DOI:10.10937cid/cit593.; Sampaio Ide L., Freire A.K., Ogusko M.M., Salem J.I., De Souza J.V Selection and optimization of PCR-based methods for the detection of Histoplasma capsulatum var. capsulatum. Rev. Iberoam. Micol. 2012; 29(T):34-9. DOI:10.1016/j.riam.2011.03.008.; Frias De Leon M.G., Arenas Lopez G., Taylor M.L., Acosta Altamirano G., Reyes-Montes Mdel R. Development of specific sequence-characterized amplified region markers for detecting Histoplasma capsulatum in clinical and environmental samples. J. Clin. Microbiol. 2012; 50(3):673-9. DOI:10.1128/JCM.05271-11.; Dantas K.C., Freitas R.S., Moreira A.P, Silva M.V., Benard G., Vasconcellos C., Criado P.R. The use of nested Polymerase Chain Reaction (nested PCR) for the early diagnosis of Histoplasma capsulatum infection in serum and whole blood of HIV-positive patients. An. Bras. Dermatol. 2013; 88(1):141-3. DOI:10.1590/s0365-05962013000100025.; Gago S., Esteban C., Valero C., Zaragoza O., Puig de la Bellacasa J., BuitTago M.J. A multiplex real-time PCR for identification of Pneumocystis jirovecii, Histoplasma capsulatum and Cryptococcus neoformans/Cryptococcus gattii in samples from AIDS patients with opportunistic pneumonia. J. Clin. Microbiol. 2014; 52(4):1168-76. DOI:10.1128/JCM.02895-13.; Munoz C., Gomez B.L., Tobon A., Arango K., Restrepo A., Correa M.M., Muskus C., Cano L.E., Gonzalez A. Validation and clinical application of a molecular method for identification of Histoplasma capsulatum in human specimens in Colombia, South America. Clin. Vaccine. Immunol. 2010; 17(1):62-7. DOI:10.1128/CVI.00332-09.; Hernandez J.M., Munoz-Cadavid C.O., Hernandez D.L., Montoya C., Gonzalez A. Detection of Histoplasma cap-sulatum DNA in peripheral blood from a patient with ocular histoplasmosis syndrome. Med. Mycol. 2012; 50(2):202-6. DOI: 1(13109/13693786.2011.593050.; Koepsell S.A., Hinrichs S.H., Iwen P.C. Applying a real-time PCR assay for Histoplasma capsulatum to clinically relevant formalin-fixed paraffin-embedded human tissue. J. Clin. Microbiol. 2012; 50(10):3395-7. DOI:10.1128/JCM.01705-12.; Scheel C.M., Zhou Y, Theodoro R.C., Abrams B., Balajee S.A., Litvintseva A.P. Development of a loop-mediated isothermal amplification method for detection of Histoplasma capsulatum DNA in clinical samples. J. Clin. Microbiol. 2014; 52(2):483-8. DOI:10.1128/JCM.02739-13.; Furuie J.L., Sun J., do Nascimento M.M., Gomes R.R., Waculicz-Andrade C.E., Sessegolo G.C., Rodrigues A.M., Galvao-Dias M.A., de Camargo Z.P., Queiroz-Telles F., Najafzadeh M.J., de Hoog S.G., Vicente V.A. Molecular identification of Histoplasma capsulatum using rolling circle amplification. Mycoses. 2016; 59(1):12-9. DOI:10.1111/myc.12426.; Crockett D.K., Kushnir M.M., Cloud J.L., Ashwood E.R., Rockwood A.L. Identification of histoplasma-specific pep¬tides in human urine. Int. J. Pept. 2012; 2012:621329. DOI:10.1155/2012/621329.; Buitrago M.J., Canteros C.E., Frias De Leon G., Gonzalez A., Marques-Evangelista De Oliveira M., Munoz C.O., Ramirez J.A., Toranzo A.L., Zancope-Oliveira R., Cuenca-Estrella M. Comparison of PCR protocols for detecting Histoplasma capsulatum DNA through a multicenter study. Rev. Iberoam. Micol. 2013; 30(4):256-60. DOI:10.1016/j.riam.2013.03.004.; Efias N.A., Cuestas M.L., Sandoval M., Poblete G., Lopez-Daneri G., Jewtuchowicz V, Iovannitti C., Mujica M.T. Rapid iden-tification of Histoplasma capsulatum directly from cultures by multi-plex PCR. Mycopathologia. 2012; 174(5-6):451-56. DOI:10.1007/s11046-012-9567-2.; Simon S., Veron V., Boukhari R., Blanchet D., Aznar C. Detection of Histoplasma capsulatum DNA in human samples by real-time polymerase chain reaction. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2010; 66(3): 268-73. DOI:10.1016/j.diagmicrobio.2009.10.010.; Holbrook E.D., Edwards J.A., Youseff B.H., Rappleye C.A. Definition of the extracellular proteome of pathogenic-phase Histoplasma capsulatum. J. Proteome Res. 2011; 10(4):1929-43. DOI:10.1021/pr1011697.; Ohno H., Tanabe K., Umeyama T., Kaneko Y, Yamagoe S, Miyazaki Y. Application of nested PCR for diagnosis of histoplas-mosis. J. Infect. Chemother. 2013; 19(5):999-1003. DOI:10.1007/s10156-013-0548-2.; Muraosa Y, Toyotome T., Yahiro M., Watanabe A., Shikanai-Yasuda M.A., Kamei K. Detection of Histoplasma capsulatum from clinical specimens by cycling probe-based real-time PCR and nested real-time PCR. Med. Mycol. 2016; 54(4):433-8. DOI:10.1093/mmy/myv106.; Muniz Mde M., Morais E. Silva Tavares P., Meyer W., Nosanchuk J.D., Zancope-Oliveira R.M. Comparison of different DNA-based methods for molecular typing of Histoplasma capsulatum. Appl. Environ. Microbiol. 2010; 7б(13):4438-4/. DOI:10.1128/AEM.02004-09.; Munoz B., Martinez M.A., Palma G., Ramtiez A., Frias M.G., Reyes M.R., Taylor M.L., Higuera A.L., Corcho A., Manjarrez M.E. Molecular characterization of Histoplasma capsulatum isolated from an outbreak in treasure hunters. BMC Infect. Dis. 2010; 10:264. DOI:10.1186/1471-2334-10-264.; Reyes-Montes M.R., Rodriguez-Arellanes G., Perez-Torres A., Rosas-Rosas A.G., Paras-Garda A., Juan-Salles C., Taylor M.L. Identification of the source of histoplasmosis infection in two captive maras (Dolichotis patagonum) from the same colony by using molecular and immunologic assays. Rev. Argent. Microbiol. 2009; 41(2):102-4. PMID: 19623900.; Balajee S.A., Borman A.M., Brandt M.E., Cano J., Cuenca-Estrella M., Dannaoui E., Guarro J., Haase G., Kibbler C.C., Meyer W., O’Donnell K., Petti C.A., Rodriguez-Tudela J.L., Sutton D., Velegraki A., Wickes B.L. Sequence-based identification of Aspergillus, Fusarium, and Mucorales species in the clinical mycolosy laboratory: where are we and where should we go from here? J. Clin. Microbiol. 2009; 47(4):877-84. DOI:10.1128JCM.01685-08.; https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1169

Availability: https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1169
https://doi.org/10.21055/0370-1069-2019-3-14-18

View record from BASE

8

Academic Journal