Effect of non-invasive fractional photothermolysis on the efficacy of transdermal photosensitization in the experiment in vivo ; Влияние неинвазивного фракционного фототермолиза на эффективность трансдермальной фотосенсибилизации в эксперименте in vivo

Συγγραφείς: D. I. Chernopyatov, N. P. Bgatova, S. D. Nikonov, V. V. Nimaev, Д. И. Чернопятов, Н. П. Бгатова, С. Д. Никонов, В. В. Нимаев

Πηγή: Biomedical Photonics; Том 13, № 4 (2024); 13-21 ; 2413-9432

Θεματικοί όροι: световая микроскопия, transdermal drug transport, photosensitization, chlorin e6, photodynamic therapy, fluorescence, confocal microscopy, electron microscopy, light microscopy, трансдермальный транспорт лекарств, фотосенсибилизация, хлорин е6, фотодинамическая терапия, флуоресценция, конфокальная микроскопия, электронная микроскопия

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.pdt-journal.com/jour/article/view/677/474; Sviatchenko V.A., Nikonov S.D., Mayorov A.P., Gelfond M.L., Loktev V.B. Antiviral photodynamic therapy: Inactivation and inhibition of SARS-CoV-2 in vitro using methylene blue and Radachlorin // Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. – 2021. – Vol. 33. – P. 102112.; Wainwright M. Photosensitisers in biomedicine // Chichester: John Wiley & Sons. – 2009.; Gunaydin G., Gedik M.E., Ayan S. Photodynamic therapy: Current limitations and novel approaches // Frontiers in Chemistry. – 2021. – Vol. 9. – P. 691697.; Park Y.K., Park C.H. Clinical efcacy of photodynamic therapy // Obstetrical & Gynecological Science. – 2016. – Vol. 59 (6). – P. 479-488.; Awan M.A., Tarin S.A. Review of photodynamic therapy // The Surgeon. – 2006. – Vol. 4 (4). – P. 231-236.; Niculescu A.G., Grumezescu A.M. Photodynamic Therapy — An Up-to-Date Review // Applied Sciences. – 2021. – Vol. 11 (8). – P. 3626.; Захаренко А.А., Хамид А.Х., Свечкова А.А., Беляев М.А., Вовин К.Н., Прудников А.В. Применение эндоскопической фотодинамической терапии в комплексном лечении злокачественных новообразований желудка (обзор литературы) // Вестник хирургии им. И.И. Грекова. – 2022. – Т. 181, № 4. – С. 5-12.; Kubrak T., Karakuła M., Czop M., Kawczyk-Krupka A., Aebisher D. Advances in Management of Bladder Cancer — The Role of Photodynamic Therapy // Molecules. – 2022. – Vol. 27 (4). – P. 731.; Queirós C., Garrido P.M., Maia Silva J., Filipe P. Photodynamic therapy in dermatology: beyond current indications // Dermatologic Therapy. – 2020. – Vol. 33 (6). – P. e13997.; Karrer S., Szeimies R.-M. Photodynamische Therapie Nichtonkologischer Indikationen // Hautarzt. – 2007. – Vol. 58 (7). – P. 585-596.; Van Straten D., Mashayekhi V., De Bruijn H. S., Oliveira S., Robinson D. J. Oncologic photodynamic therapy: Basic principles, current clinical status and future directions // Cancers. – 2017. – Vol. 9 (1). – P. 19.; Hak A., Ali M.S., Sankaranarayanan S.A., Shinde V.R., Rengan A.K. Chlorin e6: a promising photosensitizer in photo-based cancer nanomedicine // ACS Applied Bio Materials. – 2023. – Vol. 6 (2). – P. 349-364.; Zhang D., Wu M., Zeng Y., Wu L., Wang Q., Han X., Liu X., Liu J. Chlorin e6 conjugated poly(dopamine) nanospheres as PDT/PTT dual-modal therapeutic agents for enhanced cancer therapy // ACS Applied Materials & Interfaces. – 2015. – Vol. 7 (15). – P. 8176-8187.; Бредихин Д.А., Никонов С.Д., Чередниченко А.Г., Петренко Т.И. Фотодинамическая инактивация Mycobacterium tuberculosis радахлорином in vitro // Туберкулёз и болезни лёгких. – 2018. – Т. 96, № 1. – С. 5-10.; Mathur A., Parihar A. S., Modi S., Kalra A. Photodynamic therapy for ESKAPE pathogens: an emerging approach to combat antimicrobial resistance (AMR) // Microbial Pathogenesis. – 2023. – Vol. 183. – P. 106307.; Панова О.С., Дубенский В.В., Дубенский В.В., Петунина В.В., Бейманова М.А., Санчес Э.А., Гельфонд М.Л., Шилов Б.В., Белхароева Р.Х. Фотодинамическая репаративная регенерация кожи с применением наружного геля-фотосенсибилизатора на основе хлорина е6 // Biomedical Photonics. – 2021. – Т. 10, № 3. – С. 4-11.; Manstein D., Herron G.S., Sink R.K., Tanner H., Anderson R.R. Fractional photothermolysis: a new concept for cutaneous remodeling using microscopic patterns of thermal injury // Lasers in Surgery and Medicine. – 2004. – Vol. 34 (4). – P. 426-438.; Нимаев В.В., Никонов С.Д., Бредихин Д.А., Майоров А.П., Чернопятов Д.И. Способ фотодинамической терапии с интрадермальной фотосенсибилизацией: патент на изобретение RU 2750975 C1. 07.07.2021. Заяв. № 2020124765 15.07.2020; опубл.07.07.2021.; Habbema L., Verhagen R., Van Hal R. et al. Minimally invasive non-thermal laser technology using laser-induced optical breakdown for skin rejuvenation // Journal of Biophotonics. – 2012. – Vol. 5(3–4). – P. 194-199.; Hædersdal M., Sakamoto F. H., Farinelli W. A., Doukas A. G., Tam J., Anderson R. R. Fractional CO2 laser-assisted drug delivery // Lasers in Surgery and Medicine. – 2010. – Vol. 42 (2). – P. 113-122.; Qureshi S., Lin J. Y. Utilizing non-ablative fractional photothermolysis prior to ALA-photodynamic therapy in the treatment of acne vulgaris: a case series // Lasers in Medical Science. – 2017. – Vol. 32. – P. 729-732.; Lohan S.B., Kröger M., Schleusener J., Darvin M.E., Lademann J., Streit I., Meinke M.C. Characterization of radical types, penetration profle and distribution pattern of the topically applied photosensitizer THPTS in porcine skin ex vivo // European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. – 2021. – Vol. 162. – P. 50-58.; Laubach H. J., Tannous Z., Anderson R. R., Manstein D. Skin responses to fractional photothermolysis // Lasers in Surgery and Medicine. – 2006. – Vol. 38 (2). – P. 142-149.

Διαθεσιμότητα: https://www.pdt-journal.com/jour/article/view/677
https://doi.org/10.24931/2413-9432-2024-13-4-13-21

Modern diagnostic technologies in oncodermatology ; Современные технологии диагностики в онкодерматологии

Συγγραφείς: E. V. Filonenko, A. D. Kaprin, Е. В. Филоненко, А. Д. Каприн

Πηγή: Biomedical Photonics; Том 12, № 4 (2023); 4-14 ; 2413-9432

Θεματικοί όροι: рак кожи, digital dermatoscopy, SIA-scopy, confocal microscopy, melanoma, skin cancer, цифровая дерматоскопия, СИА-скопия, конфокальная микроскопия, меланома

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.pdt-journal.com/jour/article/view/620/430; Состояние онкологической помощи населению в России в 2021 году / Под ред. Каприна А.Д., Старинского В.В., Шахзадовой А.О. – М.: МНИОИ им. П.А. Герцена – филиал ФГБУ «ФМИЦ им. П.А Герцена» Минздрава России. – 2022.; Rey-Barroso L., Peña-Gutiérrez S., Yáñez C., et al. Optical Technologies for the Improvement of Skin Cancer Diagnosis: A Review // Sensors. – 2021. – Vol. 21(1). – Р. 252. https://doi.org/10.3390/s21010252; Abbasi N.R., Shaw H.M., Rigel D.S., Friedman R.J., et al. Early diagnosis of cutaneous melanoma: revisiting the ABCD criteria // JAMA. – 2004. – Vol. 292(22). – Р. 2771-2776. https://doi.org/10.1001/jama.292.22.2771; Уфимцева М.А., Петкау В.В., Шубина А.С. и др. Алгоритмы ранней диагностики меланомы кожи // Лечащий врач. – 2016. – № 12.; Goldman L. Some investigative studies of pigmented nevi with cutaneous microscopy // J Invest Dermatol. – 1951. – Vol. 16(6). – Р. 407-427. doi:10.1038/jid.1951.48; Argenziano G., Fabbrocini G., Carli P., De Giorgi V., et al. Epiluminescence microscopy for the diagnosis of doubtful melanocytic skin lesions. Comparison of the ABCD rule of dermatoscopy and a new 7-point checklist based on pattern analysis // Arch Dermatol. – 1998. – Vol. 134(12). – Р. 1563-1570. doi:10.1001/archderm.134.12.1563; Filonenko E., Ivanova-Radkevich V. Fluorescent diagnostics of non-melanoma skin cancer // Biomedical Photonics. – 2022. – Vol. 11(4). – Р. 32-40. https://doi.org/10.24931/2413-9432-2022-11-4-32-40; Won Y., Hong S.H., Yu H.Y., et al. Photodetection of basal cell carcinoma using methyl 5-aminolaevulinate-induced protoporphyrin IX based on fluorescence image analysis // Clin Exp Dermatol. – 2007. – Vol. 32. – Р. 423-429.; Smits T., Kleinpenning M.M., Blokx W.A., et al. Fluorescence diagnosis in keratinocytic intraepidermal neoplasias // J Am Acad Dermatol. – 2007. – Vol. 57. – Р. 824-831.; Neus S., Gambichler T., Bechara F.G., et al. Preoperative assessment of basal cell carcinoma using conventional fluorescence diagnosis // Arch Dermatol Res. – 2009. – Vol. 301(4). – Р. 289-294. doi:10.1007/s00403-008-0911-9; Van der Beek N., Leeuw J., Demmendal C., et al. PpIX fluorescence combined with auto-fluorescence is more accurate than PpIX fluorescence alone in fluorescence detection of non-melanoma skin cancer: an intra-patient direct comparison study // Laser Surg Med. – 2012. – Vol. 44. – Р. 271-276.; Andrade C.T., vollet-Filho J.D., Salvio A.G., et al. Identification of skin lesions through aminolaevulinic acid-mediated photodynamic detection // Photodiagnosis Photodyn Ther. – 2014. – Vol. 11(3). – Р. 409-415. doi:10.1016/j.pdpdt.2014.05.006; Filonenko E.V., Ivanova-Radkevich V.I. Photodynamic therapy in the treatment of extramammary Paget’s disease // Biomedical Photonics. – 2022. – Vol. 11(3). – Р. 4-34. https://doi.org/10.24931/2413-9432-2022-11-3-24-34; Wu M., Huang L., Lu X., et al. Utility of photodynamic diagnosis plus reflectance confocal microscopy in detecting the margins of extramammary Paget disease // Indian J Dermatol Venereol Leprol. – 2021. – Vol. 87(2). – Р. 207-213. doi:10.25259/IJDVL_90_20; Zhang Z., Zhang K., Khelifi A. Multivariate time series analysis in climate and environmental research // Cham: Springer International Publishing. – 2018.; MacLellan A.N., Price E.L., Publicover-Brouwer P., et al. The use of noninvasive imaging techniques in the diagnosis of melanoma: a prospective diagnostic accuracy study // J Am Acad Dermatol. – 2021. – Vol. 85(2). – Р. 353-359. doi:10.1016/j.jaad.2020.04.019; Sies K., Winkler J.K., Fink C., et al. Past and present of computerassisted dermoscopic diagnosis: performance of a conventional image analyser versus a convolutional neural network in a prospective data set of 1981 skin lesions // Eur J Cancer. – 2020. – Vol. 135. – Р. 39-46. doi:10.1016/j.ejca.2020.04.043; Fink C., Blum A., Buhl T., et al. Diagnostic performance of a deep learning convolutional neural network in the differentiation of combined naevi and melanomas // J Eur Acad Dermatol Venereol. – 2020. – Vol. 34(6). – Р. 1355-1361. doi:10.1111/jdv.16165; Fujisawa Y., Otomo Y., Ogata Y., et al. Deep-learning-based, computer-aided classifier developed with a small dataset of clinical images surpasses board-certified dermatologists in skin tumour diagnosis // Br J Dermatol. – 2019. – Vol. 180(2). – Р. 373-381. doi:10.1111/bjd.16924; Haenssle H.A., Fink C., Toberer F., et al. Man against machine tions // Ann Oncol. – 2020. – Vol. 31(1). – Р. 137-143. doi:10.1016/j. annonc.2019.10.013; Monheit G., Cognetta A.B., Ferris L., et al. The performance of MelaFind: a prospective multicenter study // Arch Dermatol. – 2011. – Vol. 147(2). – Р. 188-194. doi:10.1001/archdermatol.2010.302; Moncrieff M., Cotton S., Claridge E., Hall P. Spectrophotometric intracutaneous analysis: a new technique for imaging pigmented skin lesions // Br J Dermatol. – 2002. – Vol. 146(3). – Р. 448-457. doi:10.1046/j.1365-2133.2002.04569.x; Haniffa M.A., Lloyd J.J., Lawrence C.M. The use of a spectrophotometric intracutaneous analysis device in the real-time diagnosis of melanoma in the setting of a melanoma screening clinic // Br J Dermatol. – 2007. – Vol. 156(6). – Р. 1350-1352. doi:10.1111/j.1365-2133.2007.07932.x; Carrara M., Bono A., Bartoli C., et al. Multispectral imaging and arti- ficial neural network: mimicking the management decision of the clinician facing pigmented skin lesions // Phys Med Biol. – 2007. – Vol. 52(9). – Р. 2599-2613. doi:10.1088/0031-9155/52/9/018; Ascierto P.A., Palla M., Ayala F., et al. The role of spectrophotometry in the diagnosis of melanoma // BMC Dermatol. – 2010. – Vol. 10. – Р. 5. doi:10.1186/1471-5945-10-5; Glud M., Gniadecki R., Drzewiecki K.T. Spectrophotometric intracutaneous analysis versus dermoscopy for the diagnosis of pigmented skin lesions: prospective, double-blind study in a secondary reference centre // Melanoma Res. – 2009. – Vol. 19(3). – Р. 176- 179. doi:10.1097/CMR.0b013e328322fe5f; Terstappen K., Suurküla M., Hallberg H., et al. Poor correlation; between spectrophotometric intracutaneous analysis and histopathology in melanoma and nonmelanoma lesions // J Biomed Opt. – 2013. – Vol. 18(6). – Р. 061223. doi:10.1117/1.JBO.18.6.061223; Sgouros D., Lallas A., Julian Y., et al. Assessment of SI Ascopy in the triage of suspicious skin tumours // Skin Res Technol. – 2014. – Vol. 20(4). – Р. 440-444. doi:10.1111/srt.12138; Rey-Barroso L., Peña-Gutiérrez S., Yáñez C., Burgos-Fernández F.J., Vilaseca M., Royo S. Optical Technologies for the Improvement of Skin Cancer Diagnosis: A Review // Sensors (Basel) . – 2021. – Vol. 21(1). – Р. 252. doi:10.3390/s21010252; Guitera P., Pellacani G., Longo C., et al. In Vivo Reflectance Confocal Microscopy Enhances Secondary Evaluation of Melanocytic Lesions // J. Investig. Dermatol. – 2009. – Vol. 129. – Р. 131-138. doi:10.1038/jid.2008.193.; Guitera P., Menzies S.W., Longo C., et al. In Vivo Confocal Microscopy for Diagnosis of Melanoma and Basal Cell Carcinoma Using a Two-Step Method: Analysis of 710 Consecutive Clinically Equivocal Cases // J. Investig. Dermatol. – 2012. – Vol. 132. – Р. 2386-2394. doi:10.1038/jid.2012.172.; Segura S., Puig S., Carrera C., et al. Development of a two-step method for the diagnosis of melanoma by reflectance confocal microscopy // J. Am. Acad. Dermatol. – 2009. – Vol. 61. – Р. 216-229. doi:10.1016/j.jaad.2009.02.014.; Horn M., Gerger A., Ahlgrimm-Siess V., et al. Discrimination of actinic keratoses from normal skin with reflectance mode confocal microscopy // Dermatol. Surg. – 2008. – Vol. 34. – Р. 620-625.; Gareau D.S., Li Y., Huang B., et al. Confocal mosaicing microscopy in Mohs skin excisions: Feasibility of rapid surgical pathology // J. Biomed. Opt. – 2008. – Vol. 13. – Р. 054001. doi:10.1117/1.2981828.

Διαθεσιμότητα: https://www.pdt-journal.com/jour/article/view/620
https://doi.org/10.24931/2413-9432-2023-12-4-4-14

Recurrent Betaherpetic Keratitis. Therapy Stages and Monitoring Methods of the Disease Dynamics ; Рецидивирующий бета-­герпетический кератит. Этапы терапии и методы контроля динамики течения заболевания

Συγγραφείς: D. Yu. Maychuk, A. A. Tarkhanova, M. R. Taevere, Д. Ю. Майчук, А. А. Тарханова, М. Р. Таевере

Πηγή: Ophthalmology in Russia; Том 21, № 2 (2024); 319-325 ; Офтальмология; Том 21, № 2 (2024); 319-325 ; 2500-0845 ; 1816-5095 ; 10.18008/1816-5095-2024-2

Θεματικοί όροι: конфокальная микроскопия, herpesviruses, cytomegalovirus, human herpesvirus 6, «owl’s eye» cells, confocal microscopy, герпесвирусы, цитомегаловирус, герпес вируса человека 6­го типа, клетка по типу «совиного глаза»

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2367/1223; Середа Е.В., Дрожжина Г.И., Гайдамака Т.Б. Случай успешного применения стромального роговичного трансплантата для лечебной кератопластики у больного герпетическим кератитом. Офтальмологический журнал. 2018;2(481):56–59. doi:10.31288/oftalmolzh/2018/2/5659.; Клинические рекомендации. Герпетические заболевания глаз. Общероссийская общественная организация «Ассоциация врачей офтальмологов»; 2017. https://www.ookob.ru/sites/default/files/kr_102_gerpeticheskie_zabolevaniya_glaz.pdf (Дата обращения: 21.01.2024).; Чернакова Г.М., Клещева Е.А., Щеголева В.И. Стромальные герпетические кератиты с изъязвлением, ассоциированные с реактивацией вируса Эпштейна — Барр и вируса герпеса человека 6‑го типа: опыт диагностики и терапии. Офтальмология. 2022;19(3):665–671.; Kuo JY, Yeh CS, Wang SM, Chen SH, Wang JR, Chen TY, Tsai HP. Acyclovir‑resistant HSV‑1 isolates among immunocompromised patients in southern Taiwan: Low prevalence and novel mutations. J Med Virol. 2023 Aug;95(8):e28985. doi:10.1002/jmv.28985.; Майчук Ю.Ф. Вирусные заболевания глаз. М.: Медицина; 1981.; Тарханова А.А., Майчук Д.Ю., Зиныч Е.Е., Таевере М.Р. Бета-герпетические кератиты. Обоснование диагноза и тактики ведения пациентов. Офтальмохирургия. 2023;4:99–107.; Wong AHY, Kua WN, Young AL, Wan KH. Management of cytomegalovirus corneal endotheliitis. Eye Vis (Lond). 2021 Jan 14;8(1):3. doi:10.1186/s40662‑02000226‑y.; Shenk TE, Stinski MF (eds) Human Cytomegalovirus. Current Topics in Microbiology and Immunology, vol 325. Springer, Berlin, Heidelberg. doi:10.1007/978‑3540‑77349‑8_2.; Shiraishi A, Hara Y, Takahashi M, Oka N, Yamaguchi M, Suzuki T, Uno T, Ohashi Y. Demonstration of “owl’s eye” morphology by confocal microscopy in a patient with presumed cytomegalovirus corneal endotheliitis. Am J Ophthalmol. 2007 Apr;143(4):715–717. doi:10.1016/j.ajo.2006.11.026.; Тарханова А.А., Таевере М.Р., Шпак А.А., Майчук Д.Ю., Пронкин И.А. Способ диагностики эпителиального и стромального цитомегаловирусного кератита. Патент RU 2789984, 14.02.2023.; Majewska A, Mlynarczyk‑Bonikowska B. 40 Years after the Registration of Acyclovir: Do We Need New Anti‑Herpetic Drugs? Int J Mol Sci. 2022 Mar 22;23(7):3431. doi:10.3390/ijms23073431.; Tavil B, Azik FM, Bozkaya I, Gokcebay DG, Tezer H, Tunc B, Uckan D. Prophylactic acyclovir and preemptive ganciclovir to prevent cytomegalovirus disease in children after hematopoietic stem cell transplant. Exp Clin Transplant. 2014 Oct;12(5):462–468.; Nicholas MP, Mysore N. Corneal neovascularization. Exp Eye Res. 2021 Jan;202:108363. doi:10.1016/j.exer.2020.108363.; Jabbour S, Ashton C, Balal S, Kaye A, Ahmad S. The management of neurotrophic keratitis. Curr Opin Ophthalmol. 2021 Jul 1;32(4):362–368. doi:10.1097/ICU.0000000000000766; https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2367

Διαθεσιμότητα: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2367
https://doi.org/10.18008/1816-5095-2024-2-319-325

Comparative Characteristics of Corneal Confocal Microscopy after UV-A Cross-linking with Different Riboflavin Solutions in Experiment ; Сравнительная характеристика результатов конфокальной микроскопии роговицы после УФ-А-кросслинкинга c использованием различных растворов рибофлавина в эксперименте

Συγγραφείς: M. M. Bikbov, A. R. Khalimov, E. L. Usubov, G. Kh. Zainutdinova, I. D. Valishin, L. I. Gilemzyanova, М. М. Бикбов, A. Р. Халимов, Э. Л. Усубов, Г. Х. Зайнутдинова, И. Д. Валишин, Л. И. Гилемзянова

Συνεισφορές: Тhe study was carried out at the expense of the Russian Science Foundation grant No. 24-25-00132 (https://rscf.ru/project/24-25-00132/), Исследование выполнено за счет гранта Российского научного фонда № 24-2500132 (https://rscf.ru/project/24-25-00132/)

Πηγή: Ophthalmology in Russia; Том 21, № 4 (2024); 802-808 ; Офтальмология; Том 21, № 4 (2024); 802-808 ; 2500-0845 ; 1816-5095 ; 10.18008/1816-5095-2024-4

Θεματικοί όροι: конфокальная микроскопия, riboflavin, dextran, methylcellulose, confocal microscopy, рибофлавин, декстран, метилцеллюлоза

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2506/1281; Wollensak G, Spoerl E, Seiler T. Riboflavin/ultravioletainduced collagen crosslinking for the treatment of keratoconus. American Journal of Ophthalmology. 2003;135(5):620–627. doi:10.1016/s0002-9394(02)02220-1.; Lenk J, Herber R, Raiskup F, Pillunat LE, Spörl E. Principles of corneal crosslinking: Presentation based on the development of the various treatment protocols. Ophthalmologe. 2022;119(4):332–341. doi:10.1007/s00347-021-01538-7.; Ozgurhan E, Akcay B, Kurt T, Yildirin Y, Demirok A. Accelerated corneal collagen crosslinking in thin keratoconic corneas. J Refract Surg. 2015;31:386–390. doi:10.3928/1081597X-20150521-11.; Desmurkh R, Hafezi F, Kymionis G, Kling S, Shah R, Padmanabhan P, Sachdev MS. Curent concepts in crosslinking thin corneas. Indian J Ophthalmol. 2019;67(1):8– 15. doi:10.4103/ijo.IJO_1403_18.; Caporossi A, Mazzotta C, Paradiso AL, Baiocchi S, Marigliani D, Caporossi T. Transepithelial corneal collagen crosslinking for progressive keratoconus: 24month clinical results. J Cataract Refract Surg. 2013;39(8):1157–1163. doi:10.1016/j.jcrs.2013.03.026.; Mazzotta C, Raiskup F, Hafezi F, TorresNetto EA, Balamoun AA, Giannaccare G, Bagaglia SA. Long term results of accelerated 9mW corneal crosslinking for early progressive keratoconus: the Siena EyeCross Study 2. Eye Vis (Lond). 2021;8:16. doi:10.1186/s40662-021-00240-8.; O’Brart NAL, O’Brart DPS, Aldahlawi NH, Hayes S, Meek KM. An Investigation of the Effects of Riboflavin Concentration on the Efficacy of Corneal CrossLinking Using an Enzymatic Resistance Model in Porcine. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2018;59(2):1058–1065. doi:10.1167/iovs.17-22994.; Wernli J, Schumacher S, Spoerl E, Mrochen M. The efficacy of corneal crosslinking shows a sudden decrease with very high intensity UV light and short treatment time. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2013;54(2):1176–1180. doi:10.1167/iovs.12-11409.; Kobashi H, Yunoki S, Kato N, Shimazaki J, Ide T, Tsubota K. Evaluation of the Physiological Corneal Intrastromal Riboflavin Concentration and the Corneal Elastic Modulus After Violet Light Irradiation. Transl Vis Sci Technol. 2021;10(5):12. doi:10.1167/tvst.10.5.12.; Ashena Z, Doherty S, Gokul A, McGhee C, Ziaei M, Nanavaty M. Flattening of central, paracentral, and peripheral cones after nonaccelerated and accelerated epitheliumoff CXL in keratoconus: a multicenter study. J Refract surg. 2022;38(5):310– 316. doi:10.3928/1081597X-20220404-02.; Said D, Ross A, Messina M, Mohammed I, Dua H. Localised corneal haze and scarring following pulsed accelerated collagen crosslinking for keratoconus. Eye. 2019;33(1):167–168. doi:10.1038/s41433-018-0211-3.; Бикбов ММ, Халимов АР, Усубов ЭЛ. Ультрафиолетовый кросслинкинг роговицы. Вестник Российской академии медицинских наук. 2016;71(3):224–232. doi:10.15690/vramn562.; Chiang JCB, Roy M, Kim J, Markoulli M, Krishnan AV. Invivo corneal confocal microscopy: Imaging analysis, biological insights and future directions. Common Biological. 2023;6(1):652. doi:10.1038/s42003-023-05005-8.; Mazzotta C, Traversi C, Caragiuli S, Rechichi M. Pulsed vs continuous light accelerated corneal collagen crosslinking: in vivo qualitative investigation by confocal microscopy and corneal OCT. Eye (Lond). 2014;28(10):1179–1183. doi:10.1038/eye.2014.163.; Touboul D, Efron N, Smadja D, Praud D, Malet F, Colin J. Corneal confocal microscopy following conventional, transepithelial, and accelerated corneal collagen crosslinking procedures for keratoconus. J Refract Surg. 2012;28(11):769–776. doi:10.3928/1081597X-20121016--01.; Jordan C, Patel DV, Abeysekera N, McGhee CNJ. In vivo confocal microscopy analyses of corneal microstructural changes in a prospective study of collagen crosslinking in keratoconus. Ophthalmology. 2014;121(2):469–474. doi:10.1016/j.ophtha.2013.09.014.; Mazzotta C, Hafezi F, Kymionis G, Caragiuli S, Jacob S, Traversi C, Barabino S, Randleman JB. In Vivo Confocal Microscopy after Corneal Collagen Crosslinking. Ocul Surf. 2015;13(4):298–314. doi:10.1016/j.jtos.2015.04.007.; Shajari M, Kolb CM, Agha B, Steinwender G, Müller M, Herrmann E, Schmack I, Mayer WJ, Kohnen T. Comparison of standard and accelerated corneal cross linking for the treatment of keratoconus: a metaanalysis. Acta Ophthalmol. 2019;97(1):e22–e35. doi:10.1111/aos.13814.; Teo AWJ, Mansoor H, Sim N, Lin MTY, Liu YCi. In Vivo Confocal Microscopy Evaluation in Patients with Keratoconus. J Clin Med. 2022;11(2):393. doi:10.3390/jcm11020393.; Hacıagaoglu S, Turhan SA, Toker E. A comparison of conventional and accelerated corneal crosslinking: corneal epithelial remodeling and in vivo confocal microscopy analysis. Int Ophthalmol. 2024;44(1):87. doi:10.1007/s10792-024-03020-0.; Hypothesis M, Innov D, Osaba M, Tempesti T, Reviglio VE. Photophysical and photodynamic analysis of different Rb formulations Photophysical and photodynamic analysis of different formulations of riboflavin. Medical Hypothesis Discovery & Innovation in Optometry. 2023;4(4):181–187. doi:10.51329/mehdioptometry189.; Ткаченко НВ, Астахов СЮ. Диагностические возможности конфокальной микроскопии при исследовании поверхностных структур глазного яблока. Офтальмологические ведомости. 2009;2(1):82–89.; Wollensak G, Spoerl E, Seiler T. Keratocyte apoptosis afer collagen crosslinking using ribofavin / UVA treatment. Cornea. 2004;23(1):43–49. doi:10.1097/00003226-200401000-00008.; Guthoff RF, Baudouin C, Stave J. Atlas of Confocal Laser Scanning In vivo Microscopy in Ophthalmology. Berlin: Heidelberg; New York: SpringerVerlag. 2006. 200 p.; Rapuano PB, Mathews PM, Florakis GJ, Trokel SL, Such LH. Corneal collagen crosslinking in patients treated with dextran versus isotonic hydroxypropyl methylcellulose (HPMC) riboflavin solution: a retrospective analysis. Eye and Vision. 2018;5:23. doi:10.1186/s40662-018-0116-z.; Халимов АР. Роль декстрана в офтальмологическом растворе рибофлавина для УФ кросслинкинга роговицы. Точка зрения. Восток-Запад. 2018;1:136–138. doi:10.25276/2410-1257-2018-1-136-138.; Thorsrud A, Hagem AМ, Sandvik GF, Drolsum L. Acta Superior outcome of corneal collagen crosslinking using riboflavin with methylcellulose than riboflavin with dextran asthe main supplement. Ophthalmol. 2019;97(4):415–421. doi:10.1111/aos.13928.; Hammer A, Rudaz S, Guinchard S, Kling S, Richoz O, Hafezi F. Analysis of riboflavin compounds in the rabbit cornea in vivo. Curr Eye Res. 2016;41(9):1166–1172. doi:10.3109/02713683.2015.1101141.; Бикбов ММ, Шевчук НЕ, Халимов АР, Бикбова ГМ. Динамика уровня рибофлавина во влаге передней камеры глаза экспериментальных животных при стандартном насыщении стромы растворами для УФ кросслинкинга роговицы. Вестник офтальмологии. 2016;132(6):29–35. doi:10.17116/oftalma201613262935.; Wollensak G, Auric H, Wirbelauer C, Sel S. Significance of the riboflavin film in corneal collagen crosslinking. J Cataract Refract Surg. 2010;36:114–120. doi:10.1016/j.jcrs.2009.07.044.; https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2506

Διαθεσιμότητα: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2506
https://doi.org/10.18008/1816-5095-2024-4-802-808

Corneal Reinnervation after Recombinant Form of Nerve Growth Factor Treatment in Patients with Neurotrophic Keratitis ; Реиннервация роговицы после лечения рекомбинантной формой фактора роста нервов у пациентов с нейротрофическим кератитом

Συγγραφείς: M. R. Taevere, D. Yu. Maychuk, М. Р. Таевере, Д. Ю. Майчук

Πηγή: Ophthalmology in Russia; Том 21, № 4 (2024); 786-792 ; Офтальмология; Том 21, № 4 (2024); 786-792 ; 2500-0845 ; 1816-5095 ; 10.18008/1816-5095-2024-4

Θεματικοί όροι: ценегермин, corneal confocal microscopy, subbasal nerve plexus, nerve growth factor, cenegermin, конфокальная микроскопия роговицы, суббазальное нервное сплетение, фактор роста нервов

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2504/1279; Roth M, Dierse S, Alder J, Holtmann C, Geerling G. Incidence, prevalence, and outcome of moderate to severe neurotrophic keratopathy in a German tertiary referral center from 2013 to 2017. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 2022;260(6):1961– 1973. doi:10.1007/s00417-021-05535-z.; Каспарова ЕА, Марченко НР. Нейротрофический кератит. Этиология, патогенез, клинические проявления. Обзор литературы. Часть 1. Офтальмология. 2022;19(1):38–45. doi:10.18008/1816-5095-2022-1-38-45.; Puca A, Meglio M, Vari R, Tamburrini G, Tancredi A. Evaluation of fifth nerve dysfunction in 136 patients with middle and posterior cranial fossae tumors. Eur Neurol. 1995;35(1):33–37. doi:10.1159/000117086.; Lockwood A, HopeRoss M, Chell P. Neurotrophic keratopathy and diabetes mellitus. Eye (Lond). 2006;20(7):837–839. doi:10.1038/sj.eye.6702053.; Xie C, Liu B, Zhao X, He Q, Liu L, Wei R. Characteristics of the ocular surface in neurotrophic keratitis induced by trigeminal nerve injury following neurosurgery. Int Ophthalmol. 2023;43(4):1229–1240. doi:10.1007/s10792-022-02521-0.; Майчук ДЮ, Тарханова АА, Таевере МР, Шацких АВ, Судакова СА. Подсемейство бетагерпесвирусов как причина эпителиальных и стромальных кератитов. Вестник офтальмологии. 2024;140(1):25–31. doi:10.17116/oftalma202414001125.; Bonini S, Rama P, Olzi D, Lambiase A. Neurotrophic keratitis. Eye (Lond). 2003;17(8):989–995.; Müller LJ, Marfurt CF, Kruse F, Tervo TM. Corneal nerves: structure, contents and function. Exp Eye Res. 2003;76(5):521–542. doi:10.1016/s0014-4835(03)00050-2.; Shimizu T, Izumi K, Fujita S, Koja T, Sorimachi M, Ohba N, Fukuda T. Capsaicin induced corneal lesions in mice and the effects of chemical sympathectomy. J Pharmacol Exp Ther 1987;243:690–695.; Reid TW, Murphy CJ, Iwahashi CK, Foster BA, Mannis MJ. Stimulation of epithelial cell growth by the neuropeptide substance P. J Cell Biochem 1993;52:476–485. doi:10.1002/jcb.240520411.; Versura P, Giannaccare G, Pellegrini M, Sebastiani S, Campos EC. Neurotrophic keratitis: current challenges and future prospects. Eye Brain. 2018;10:37–45. doi:10.2147/EB.S117261.; AlAqaba MA, Anis FS, Mohammed I, Dua HS. Nerve terminals at the human corneoscleral limbus. Br J Ophthalmol. 2018;102(4):556–561. doi:10.1136/bjophthalmol2017311146.; LeviMontalcini R. The nerve growth factor 35 years later. Science 1987;237:1154– 1162.; Linhares ACB, Martinelli AC, Ghem MRD, Dias PB, Wasilewski D. Amniotic membrane transplantation for neurotrophic corneal ulcers. Arq Bras Oftalmol. 2024 Mar 4;87(2):e20220341. doi:10.5935/0004-2749.2023-2022-0341.; Каспарова ЕвгА, Каспаров АА, Собкова ОИ, Каспарова ЕлА, Розинова ВН. Способ лечения гнойной язвы роговицы, развившейся на глазах с нейротрофическим кератитом и лагофтальмом. Вестник офтальмологии. 2019;135(5 ч. 2):220–225. doi:10.17116/oftalma2019135052220.; Giannaccare G, Coco G, Rossi C, Borselli M, Lucisano A, Vaccaro S, Verdiglione M, Scorcia V. Combined Use of Therapeutic HyperCL Soft Contact Lens and Insulin Eye Drops for the Treatment of Recalcitrant Neurotrophic Keratopathy. Cornea. 2024;43(1):120–124. doi:10.1097/ICO.0000000000003361.; Груша ЯО, Новиков МЛ, Данилов СС, Фетцер ЕИ, Карапетян АС. Невротизация роговицы как патогенетически направленный метод лечения нейротрофического кератита у пациентов с лицевым параличом. Вестник офтальмологии. 2020;136(5):52–57. doi:10.17116/oftalma202013605152.; Catapano J, Fung SSM, Halliday W, Jobst C, Cheyne D, Ho ES, Zuker RM, Borschel GH, Ali A. Treatment of neurotrophic keratopathy with minimally invasive corneal neurotisation: longterm clinical outcomes and evidence of corneal reinnervation. Br J Ophthalmol. 2019;103(12):1724–1731. doi:10.1136/bjophthalmol-2018-313042.; Saini M, KaliaA, JainAK, Gaba S, MalhotraC, GuptaA, Soni T, SainiK, Gupta PC, Singh M. Clinical outcomes of corneal neurotization using sural nerve graft in neurotrophic keratopathy. PLoS One. 2023;18(11):e0294756. doi:10.1371/journal.pone.0294756.; Fogagnolo P, Giannaccare G, Bolognesi F, Digiuni M, Tranchina L, Rossetti L, Dipinto A, Allevi F, Lozza A, Rabbiosi D, Mariani S, Pellegrini M, Cazzola FE, Bagaglia S, Mazzotta C, Gabriele G, Gennaro P, Badiali G, Marchetti C, Campos EC, Biglioli F. Direct Versus Indirect Corneal Neurotization for the Treatment of Neurotrophic Keratopathy: A Multicenter Prospective Comparative Study. Am J Ophthalmol. 2020;220:203–214. doi:10.1016/j.ajo.2020.07.003.; Hamrah P, Yavuz Saricay L, Ozmen MC. Cutting Edge: Topical Recombinant Nerve Growth Factor for the Treatment of Neurotrophic KeratopathyBiologicals as a Novel Therapy for Neurotrophic Keratopathy. Cornea. 2022;41(6):673–679. doi:10.1016/j.ajo.2020.07.003.; Bu JB, GerickeA, PfeifferN, WasielicaPoslednik J. Neurotrophic keratopathy: Clinical presentation and effects of cenegermin. Am J Ophthalmol Case Rep. 2022;26:101488. doi:10.1016/j.ajoc.2022.101488.; Epitropoulos AT, Weiss JL. Topical human recombinant nerve growth factor for stage 1 Neurotrophic Keratitis: Retrospective case series of cenegermin treatment. Am J Ophthalmol Case Rep. 2022;27:101649. doi:10.1016/j.ajoc.2022.101649.; Hao M, Cheng Y, Wu J, Cheng Y, Wang J. Clinical observation of recombinant human nerve growth factor in the treatment of neurotrophic keratitis. Int J Ophthalmol. 2023;16(1):60–66. doi:10.18240/ijo.2023.01.09.; BalbuenaPareja A, Bogen CS, Cox SM, Hamrah P. Effect ofrecombinant human nerve growth factor treatment on corneal nerve regeneration in patients with neurotrophic keratopathy. Front Neurosci. 2023 30;17:1210179. doi:10.3389/fnins.2023.1210179.; Hamrah P, MassaroGiordano M, Schanzlin D, Holland E, Berdy G, Goisis G, Pasedis G, Mantelli F. Phase IV Multicenter, Prospective, OpenLabel Clinical Trial of Cenegermin (rhNGF) for Stage 1 Neurotrophic Keratopathy (DEFENDO). Ophthalmol Ther. 2024;13(2):553–570. doi:10.1007/s40123-023-00866-y.; Inferrera L, Aragona E, Wylęgała A, Valastro A, Latino G, Postorino EI, Gargano R, OrzechowskaWylęgała B, Wylęgała E, Roszkowska AM. The Role of HiTech Devices in Assessment of Corneal Healing in Patients with Neurotrophic Keratopathy. J Clin Med. 2022;11(6):1602. doi:10.3390/jcm11061602.; BalbuenaParejaA, BogenCS, Cox SM, HamrahP. Effect ofrecombinant human nerve growth factor treatment on corneal nerve regeneration in patients with neurotrophic keratopathy. Front Neurosci. 2023;17:1210179. doi:10.3389/fnins.2023.1210179.; Niruthisard D, Fung SSM. Recombinant Human Nerve Growth Factor for Pediatric Neurotrophic Keratopathy. Eye Contact Lens. 2022;48(7):303–305. doi:10.1097/ICL.0000000000000912.; Pedrotti E, Bonacci E, Chierego C, De Gregorio A, Cozzini T, Brighenti T, Caldarella G, Pastore G, Fasolo A, Marchini G. Eight months followup of corneal nerves and sensitivity after treatment with cenegermin for neurotrophic keratopathy. Orphanet J Rare Dis. 2022;17(1):63. doi:10.1186/s13023-022-02237-5.; https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2504

Διαθεσιμότητα: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2504
https://doi.org/10.18008/1816-5095-2024-4-786-792

Autologous Serum and Recombinant Nerve Growth Factor in the Complex Treatment of Neurotrophic Keratitis ; Аутологичная сыворотка и рекомбинантный фактор роста нервов в комплексном лечении нейротрофического кератита

Συγγραφείς: E. A. Kasparova, Z. V. Surnina, N. R. Marchenko, L. S. Pateyuk, V. D. Yartsev, Е. A. Каспарова, З. В. Сурнина, Н. Р. Марченко, Л. С. Патеюк, В. Д. Ярцев

Πηγή: Ophthalmology in Russia; Том 21, № 4 (2024); 777-785 ; Офтальмология; Том 21, № 4 (2024); 777-785 ; 2500-0845 ; 1816-5095 ; 10.18008/1816-5095-2024-4

Θεματικοί όροι: ценегермин, corneal nerve fibers, in vivo CM, cenegermin, нервные волокна роговицы, конфокальная микроскопия роговицы

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2503/1278; Sigelman S, Friedenwald JS. Mitotic and wound healing activities of the corneal epithelium: effect of sensory denervation. Arch Ophthalmol. 1954;52:46–57.; Mackie IA. Neuroparalytic keratitis. In: Fraunfelder F, Roy FH, Meyer SM, editors. Current Ocular Therapy. Philadelphia, PA, USA: WB Saunders; 1995:452–454.; Dua HS, Said DG, Messmer EM, Rolando M, BenitezDelCastillo JM, Hossain PN, Shortt AJ, Geerling G, Nubile M, Figueiredo FC, Rauz S, Mastropasqua L, Rama P, Baudouin C. Neurotrophic keratopathy. Prog Retin Eye Res. 2018;66:107–131. doi:10.1016/j.preteyeres.2018.04.003.; Каспарова Е.А., Марченко Н.Р. Нейротрофический кератит: консервативное и хирургическое лечение. Обзор литературы. Часть 2. Офтальмология. 2022;19(2):265–271. doi:10.18008/1816-5095-2022-2-265-27.; Бржеский В.В., Попов В.Ю., Ефимова Е.Л., Голубев С.Ю. Современные возможности диагностики и лечения нейротрофической кератопатии. Вестник офтальмологии. 2022;138(6):123–132. doi:10.17116/oftalma2022138061123.; Muller L.J., Marfurt C.F., Kruse F., Tervo T.M. Corneal nerves: structure, contents and function. Exp Eye Res. 2003;76(5):521–542. doi:10.1016/s0014-4835(03)000502.; Oddone F, Roberti G, Micera A, Busanello A, Bonini S, Quaranta L, Agnifili L, Manni G. Exploring serum levels of brain derived neurotrophic factor and nerve growth factor across glaucoma stages. PLoS One. 2017;12(1):e0168565. doi:10.1371/journal.pone.0168565.; Park KS, Kim SS, Kim JC, Kim HC, Im YS, Ahn CW, Lee HK. Serum and tear levels of nerve growth factor in diabetic retinopathy patients. Am J Ophthalmol. 2008;145(3):432–437. doi:10.1016/j.ajo.2007.11.011.; Mastropasqua L., Lanzini M., Dua H.S., D’ Uffizi A., Di Nicola M., Calienno R., Bond. J., Said D.G., Nubile M. In Vivo Evaluation of Corneal Nerves and Epithelial Healing After Treatment With Recombinant Nerve Growth Factorfor Neurotrophic Keratopathy. Am J Ophthalmol. 2020;217:278–286. doi:10.1016/j.ajo.2020.04.036.; https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2503

Διαθεσιμότητα: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2503
https://doi.org/10.18008/1816-5095-2024-4-777-785

Modern Approaches in the Diagnosis and Treatment of Corneal Lesions in Children. Clinical Case ; Современные подходы в диагностике и лечении поражений роговицы у детей. Клинический случай

Συγγραφείς: E. Yu. Markova, A. E. Nikitina, D. Ya. Navruzalieva, D. Yu. Maychuk, A. V. Golovin, M. R. Taevere, Е. Ю. Маркова, А. Е. Никитина, Д. Я. Наврузалиева, Д. Ю. Майчук, А. В. Головин, М. Р. Таевере

Πηγή: Ophthalmology in Russia; Том 21, № 1 (2024); 172-177 ; Офтальмология; Том 21, № 1 (2024); 172-177 ; 2500-0845 ; 1816-5095 ; 10.18008/1816-5095-2024-1

Θεματικοί όροι: УФ-кросслинкинг, iridocyclitis, acanthamoeba, confocal microscopy, retrobulbar catheterisation, UV crosslinking, иридоциклит, акантамеба, конфокальная микроскопия, ретробульбарная катетеризация

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2308/1202; Малюгин БЭ, Борзенок СА, Мороз ЗИ, Шацких АВ, Горохова МВ. Экспериментальное изучение ферментативной устойчивости донорской роговицы, обработанной по методике уф-кросслинкинга. Офтальмохирургия. 2014;1:20–23.; Каспарова ЕА, Марченко НР, Нарбут МН, Сурнина ЗВ, Криволапова ДА. Острый гнойный кератит смешанной этиологии, развившийся на фоне ношения контактных линз. Клинический случай. Офтальмология. 2022;19(4):898–905. doi:10.18008/1816-5095-2022-4-898-905.; Каспарова Е, Бяо Я, Собкова ОИ. Модифицированный кросслинкинг в лечении гнойной язвы роговицы. клинический случай. Офтальмология. 2017;14(3):274–277. doi:10.18008/1816-5095-2017-3-274-277.; Каспарова ЕА, Федоров АА, Бяо Ян Клинические результаты модифицированного кросслиникинга в лечении гнойных кератитов и язв роговицы. Вестник офтальмологии. 2020;136(3):64–73. doi:10.17116/oftalma202013603164.; Маркова ЕЮ, Авакянц ГВ. Кератоконус у детей. Российская детская офтальмология. 2021;2:56–60. doi:10.25276/2307-6658-2021-2-56-60.; Труфанов СВ, Зайцев АВ, Шахбазян НП. Кросслинкинг и фульгурация в лечении акантамебного кератита. Офтальмология. 2020;17(4):725–732. doi:10.18008/1816-5095-2020-4-725-732.; Плескова АВ, Катаргина ЛА, Иомдина ЕН, Мамакаева ИР, Панова АЮ. Первый опыт комбинированного лечения язвы роговицы и трансплантата у детей дошкольного возраста с применением локального ультрафиолетового кросслинкинга (клинические случаи). Офтальмология. 2023;20(2):358–362. doi:10.18008/1816-5095-2023-2-358-362.; Яни ЕВ, Иомдина ЕН, Позднякова ВВ, Голикова ВА, Селиверстова КЕ. Лечение язв роговицы затяжного течения с помощью ультрафиолетового кросслинкинга роговичного коллагена. Клинические случаи. Российский офтальмологический журнал. 2021;14(3):106–112. doi:10.21516/20720076-2021-14-3-106-112.; Маркова ЕЮ, Овчинникова АВ, Труфанов СВ. Фемтолазерная кератопластика у ребенка с помутнением роговицы. Клинический случай. Офтальмология. 2014;11(1):79–83. doi:10.18008/1816-5095-2014-1-79-83.; Нероев ВВ, Яни ЕВ, Иомдина ЕН, Хорошилова-Маслова ИП, Голикова ВА, Кирюхин АВ. Лечение язв роговицы с помощью локального ультрафиолетового кросслинкинга (экспериментальное исследование). Российский офтальмологический журнал. 2020;13(4):48–57. doi:10.21516/2072-0076-2020-13-4-48-57.; Arora R, Gupta D, Goyal JL, Jain P. Results of corneal collagen cross-linking in pediatric patients. J Refract Surg. 2012;28:759–762. doi:10.3928/1081597X20121011-02.; Маркова ЕЮ, Авакянц ГВ. Кросслинкинг роговичного коллагена у ребенка с кератоконусом. Российская детская офтальмология. 2021;3:33–38. doi:10.25276/23076658-2021-3-33-38.; Маркова ЕЮ, Авакянц ГВ, Кечин ЕВ. Кератоконус у детей. Современные возможности лечения. Офтальмология. 2021;18(4):840–844. doi:10.18008/1816-5095-2021-4-840-844.; Musayeva A, Riedl JC, Schuster AK, Wasielica-Poslednik J, Pfeiffer N, Gericke A. Topical Voriconazole as Supplemental Treatment for Acanthamoeba Keratitis. Cornea. 2020 Aug;39(8):986–990. doi:10.1097/ICO.0000000000002315.; Marciano-Cabral F, Cabral G. Acanthamoeba spp. as agents of disease in humans. Clin Microbiol Rev. 2003:16(2):273–307. doi:10.1128/CMR.16.2.273-307.2003.; Lorenzo-Morales J, Martín-Navarro CM, López-Arencibia A, Arnalich-Montiel F, Piñero JE, Valladares B. Acanthamoeba keratitis: an emerging disease gathering importance worldwide? Trends in Parasitology. 2013;29(4):181–187. doi:10.1016/j.pt.2013.01.006.; Buzzonetti L, Petrocelli G. Transepithelial corneal cross-linking in pediatric patients: Early results. J Refract Surg. 2012;28:763–767. doi:10.3928/1081597X-20121011-03.; Wittig-Silva C, Chan E, Islam FM, Wu T, Whiting M, Snibson GR. A randomized, controlled trial of corneal collagen cross-linking in progressive keratoconus: three-year results. Ophthalmology. 2014;121(4):812–821. doi:10.1016/j.ophtha.2013.10.028.; Tabibian D, Richoz O, Hafezi F. PACK-CXL: Corneal cross-linking for treatment of infectious keratitis. Journal of ophthalmic & vision research. 2015;10(1):77–80. doi:10.4103/2008-322X.156122.; Spoerl E, Hoyer A, Pillunat LE, Raiskup F. Corneal crosslinking and safety issues. Open Ophthalmol J. 2011;5:14–16. doi:10.2174/1874364101105010014.; Alio JL, Abbouda A, Valle DD, Del Castillo JM, Fernandez JA. Corneal cross linking and infectious keratitis: a systematic review with a meta-analysis of reported cases. J Ophthalmic Inflamm Infect. 2013 May 29;3(1):47. doi:10.1186/1869-5760-3-47.; Hafezi F, Randleman JB. PACK-CXL: defining CXL for infectious keratitis. J. Refract. Surg. 2014; 30: 438–439. doi:10.3928/1081597X-20140609-01.; Lietman AA, Rose-Nussbaumer J. Update on the management of infectious keratitis. Ophthalmology. 2017 Nov;124(11):1678–689. doi:10.1016/j.ophtha.2017.05.012.; Makdoumi K, Mortensen J, Sorkhabi O, Malmvall BE, Crafoord S. UVAriboflavin photochemical therapy of bacterial keratitis: A pilot study. Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 2012;250(1):95–102. doi:10.1007/s00417-011-1754-1. PMID: 21874347.; Li Z, Jhanji V, Tao X, Yu H, Chen W, Mu G. Riboflavin/ultravoilet light-mediated crosslinking for fungal keratitis. Br J Ophthalmol. 2013 May;97(5):669–671. doi:10.1136/bjophthalmol-2012-302518.; Carnt N, Robaei D, Watson SL, Minassian DC, Dart JK. The Impact of Topical Corticosteroids Used in Conjunction with Antiamoebic Therapy on the Outcome of Acanthamoeba Keratitis. Ophthalmology. 2016;123(5):984–990. doi:10.1016/j.ophtha.2016.01.020.; Khan YA, Kashiwabuchi RT, Martins SA, Castro-Combs JM, Kalyani S, Stanley P, Flikier D, Behrens A. Riboflavin and ultraviolet light a therapy as an adjuvant treatment for medically refractive Acanthamoeba keratitis: report of 3 cases. Ophthalmology. 2011;118(2):324–331. doi:10.1016/j.ophtha.2010.06.041.; https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2308

Διαθεσιμότητα: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2308
https://doi.org/10.18008/1816-5095-2024-1-172-185

Laser confocal microscopy of corneal nerve fibers in patients with burning eye syndrome and dry eye disease ; Лазерная конфокальная микроскопия нервных волокон роговицы у пациентов с синдромом жжения глаз и синдромом сухого глаза

Συγγραφείς: T. N. Safonova, Z. V. Surnina, E. S. Medvedeva, Т. Н. Сафонова, З. В. Сурнина, Е. С. Медведева

Πηγή: Neuromuscular Diseases; Том 14, № 1 (2024); 34-41 ; Нервно-мышечные болезни; Том 14, № 1 (2024); 34-41 ; 2413-0443 ; 2222-8721

Θεματικοί όροι: нервные волокна роговицы, dry eye disease, corneal confocal microscopy, corneal nerve fibres, синдром сухого глаза, конфокальная микроскопия роговицы

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://nmb.abvpress.ru/jour/article/view/588/375; Rosenthal P., Borsook D. Ocular neuropathic pain. Br J Ophthalmol 2016;100(1):128–34. DOI:10.1136/bjophthalmol-2014-306280; Galor A., Moein H.R., Lee C. et al. Neuropathic pain and dry eye. Ocul Surf 2018;16:31–44. DOI:10.1016/j.jtos.2017.10.001; Kalangara J.P., Galor A., Levitt R.C. et al. Characteristics of ocular pain complaints in patients with idiopathic dry eye symptoms. Eye Contact Lens 2017;43:192–8. DOI:10.1097/ICL.0000000000000249; Vehof J., Sillevis Smitt-Kamminga N., Kozareva D. et al. Clinical characteristics of dry eye patients with chronic pain syndromes. Am J Ophthalmol 2016;166:203–4. DOI:10.1016/j.ajo.2016.03.023; Schuster A.K., Wettstein M., Gerhardt A. et. al. Eye pain and dry eye in patients with fibromyalgia. Pain Med 2018;19:2528–35. DOI:10.1093/pm/pny045; Methodologies to diagnose and monitor dry eye disease: Report of the Diagnostic Methodology Subcommittee of the International Dry Eye WorkShop (2007). Ocul Surf 2007;5(2):108–52. DOI:10.1016/s1542-0124(12)70083-6; Mastropasqua L., Nubile M., Lanzini M. et al. Epithelial dendritic cell distribution in normal and inflamed human cornea: In vivo confocal microscopy study. Am J Ophthalmol 2006;142(5):736-744. DOI:10.1016/j.ajo.2006.06.057; Bayguinov P.O., Oakley D.M., Shih C.C. et al. Modern laser scanning confocal microscopy. Curr Protoc Cytom 2018;85(1):39. DOI:10.1002/cpcy.39; Сурнина З.В., Аветисов С.Э., Новиков И.А., Махотин С.С. Новый принцип морфометрического исследования нервных волокон роговицы на основе конфокальной биомикроскопии при сахарном диабете. Вестник офтальмологии 2015;131(4):5–14. DOI:10.17116/oftalma201513145-14; Ganesh Kumar N., Kung T.A. Regenerative peripheral nerve interfaces for the treatment and prevention of neuromas and neuroma pain. Hand Clin 2021;37(3):361–71. DOI:10.1016/j.hcl.2021.05.003; Chinnery H.R., Rajan R., Jiao H. et al. Identification of presumed corneal neuromas and microneuromas using laser-scanning in vivo confocal microscopy: A systematic review. Br J Ophthalmol 2021;10:1136. DOI:10.1136/bjophthalmol-2020-318156; Guerrero-Moreno A., Liang H., Moreau N. et al. Corneal nerve abnormalities in painful dry eye disease patients. Biomedicines 2021;9(10):1424. DOI:10.3390/biomedicines9101424; Bouhassira D., Wilhelm S., Schacht A. et al. Neuropathic pain phenotyping as a predictor of treatment response in painful diabetic neuropathy: Data from the randomized, double-blind, COMBO-DN study. Pain 2014;155:2171–9. DOI:10.1016/j.pain.2014.08.020; Vollert J., Maier C., Attal N. et al. Stratifying patients with peripheral neuropathic pain based on sensory profiles: Algorithm and sample size recommendations. Pain 2017;158:1446–55. DOI:10.1097/j.pain.0000000000000935; Stettner M., Hinrichs L., Guthoff R. et al. Corneal confocal microscopy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy. Ann Clin Transl Neurol 2015;3(2):88–100. DOI:10.1002/acn3.275; https://nmb.abvpress.ru/jour/article/view/588

Διαθεσιμότητα: https://nmb.abvpress.ru/jour/article/view/588
https://doi.org/10.17650/2222-8721-2024-14-1-34-41

Structural changes in the cornea and tear film in keratoconus associated with dry eye syndrome on the background of the use of optical correction and tear replacement therapy ; Структурные изменения роговицы и слезной пленки при кератоконусе, ассоциированном с синдромом сухого глаза, на фоне использования оптической коррекции и слезозаместительной терапии

Συγγραφείς: Z. V. Surnina, V. V. Averich, З. В. Сурнина, В. В. Аверич

Πηγή: Meditsinskiy sovet = Medical Council; № 13 (2024); 182-190 ; Медицинский Совет; № 13 (2024); 182-190 ; 2658-5790 ; 2079-701X

Θεματικοί όροι: слезозаместительный препарат, laser confocal microscopy of the cornea, tear film, tear production, tear replacement drug, лазерная конфокальная микроскопия роговицы, слезная пленка, слезопродукция

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.med-sovet.pro/jour/article/view/8511/7482; Mas Tur V, MacGregor C, Jayaswal R, O'Brart D, Maycock N. A review of keratoconus: diagnosis, pathophysiology, and genetics. Surv Ophthalmol. 2017;62(6):770-783. https://doi.org/10.1016/j.survophthal.2017.06.0O9.; Аветисов СЭ, Аверич ВВ, Патеюк ЛС. Кератоконус: основные направления исследований. Вестник офтальмологии. 2023;139(3):11-20. https://doi.org/10.17116/oftalma202313903211.; Gomes JA, Tan D, Rapuano CJ, Belin MW, Ambrosio R Jr, Guell JL et al. Global consensus on keratoconus and ectatic diseases. Cornea. 2015;34(4):359-369. https://doi.org/10.1097/ICO.0000000000000408.; Федотова СЮ (ред.). Синдром «сухого глаза» и заболевания глазной поверхности: клиника, диагностика, лечение. М.: ГЭОТАР-Медиа; 2016. 464 с.; Аверич ВВ. Синдром «сухого глаза» при кератоконусе: аспекты этиологии и медикаментозной коррекции. Клиническая офтальмология. 2022;22(2):122-126. https://doi.org/10.32364/2311-7729-2022-22-2-122-126.; Constantin MM, Corbu C, Potop V. Evaluation of Dry Eye Symptomatology at Patients with Keratoconus. Revista de Chimie. 2019;70(1):92-95. https://doi.org/10.37358/RC.19.1.6858.; Dogru M, Karakaya H, Ozgetin H, Erturk H, Yucel A, Ozmen A et al. Tear function and ocular surface changes in keratoconus. Ophthalmology. 2003;110(6):1110-1118. https://doi.org/10.1016/S0161-6420(03)00261-6.; Егорова ГБ, Федоров АА. Кератоконус и синдром сухого глаза. Клиническая офтальмология. 2004;5(1):29-31. Режим доступа: https://clinopht.com/articles/oftalmologiya/keratokonus-i-sindrom-sukhogo-glaza.; Lema I, Duran JA. Inflammatory molecules in the tears of patients with keratoconus. Ophthalmology. 2005;112(4):654-659. https//doi.org/10.1016/j.ophtha.2004.11.050.; Lema I, Sobrino T, Durán JA, Brea D, Díez-Feijoo E. Subclinical keratoconus and inflammatory molecules from tears. Br J Ophthalmol. 2009;93(6):820-824. https://doi.org/10.1136/bjo.2008.144253.; Ozgurhan EB, Kara N, Yildirim A, Bozkurt E, Uslu H, Demirok A. Evaluation of corneal microstructure in keratoconus: a confocal microscopy study. Am J Ophthalmol. 2013;156(5):885-893. https://doi.org/10.1016/j.ajo.2013.05.043.; Аветисов СЭ, Бубнова ИА, Сурнина ЗВ, Аверич ВВ, Саркисова КГ. Изменение структуры роговицы после применения кросслинкинга роговичного коллагена при кератоконусе. Медицинский совет. 2022;16(6):226-233. https://doi.org/10.21518/2079-701X-2022-16-6-226-233.; Teo AWJ, Mansoor H, Sim N, Lin MT, Liu YC. In Vivo Confocal Microscopy Evaluation in Patients with Keratoconus. J Clin Med. 2022;11(2):393. https://doi.org/10.3390/jcm11020393.; Weed KH, MacEwen CJ, Cox A, McGhee CN. Quantitative analysis of corneal microstructure in keratoconus utilising in vivo confocal microscopy. Eye (Lond). 2007;21(5):614-623. https://doi.org/10.1038/sj.eye.6702286.; Efron N, Hollingsworth JG. New perspectives on keratoconus as revealed by corneal confocal microscopy. Clin Exp Optom. 2008;91(1):34-55. https://doi.org/10.1111/j.1444-0938.2007.00195.x.; Aragona P, Papa V, Micali A, Santocono M, Milazzo G. Long term treatment with sodium hyaluronate — containing artificial tears reduces ocular surface damage in patients with dry eye. Br J Ophthalmology. 2002;86(2):181—184. https://doi.org/10.1136/bjo.86.2.181.; Johnson ME, Murphy PJ, Boulton M. Effectiveness of sodium hyaluronate eyedrops in the treatment of dry eye. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 2006;244(1):109-112. https://doi.org/10.1007/s00417-005-0028-1.; Nishida T, Nakamura M, Mishima H, Otori T. Hyaluronan stimulates corneal epithelial migration. Exp Eye Res. 1991;53(6):753-758. https://doi.org/10.1016/0014-4835(91)90110-z.; Vincent SJ, Fadel D. Optical considerations for scleral contact lenses: A review. Cont Lens Anterior Eye. 2019;42(6):598-613. https://doi.org/10.1016/j.clae.2019.04.012.; Fuller DG, Wang Y. Safety and Efficacy of Scleral Lenses for Keratoconus. Optom Vis Sci. 2020;97(9):741-748. https://doi.org/10.1097/OPX.0000000000001578.; Akkaya Turhan S, Ozarslan Ozcan D, Toker E. Use of a Mini-Scleral Lens in Patients with Keratoconus. Turk J Ophthalmol. 2020;50(6):339-342. https://doi.org/10.4274/tjo.galenos.2020.56804.; Shorter E, Harthan J, Nau CB, Nau A, Barr JT, Hodge DO, Schornack MM. Scleral Lenses in the Management of Corneal Irregularity and Ocular Surface Disease. Eye Contact Lens. 2018;44(6):372-378. https://doi.org/10.1097/ICL.0000000000000436.; Marty AS, Jurkiewicz T, Mouchel R, Febvay C, Caillat T, Burillon C. Benefits of Scleral Lens in the Management of Irregular Corneas and Dry Eye Syndrome After Refractive Surgery. Eye Contact Lens. 2022;48(8):318-321. https://doi.org/10.1097/ICL.0000000000000919.; Федотова К, Грабовецкий ВР, Новиков СА, Эзугбая М. Минисклеральные контактные линзы в лечении пациентов с синдромом сухого глаза (первый собственный опыт применения). Офтальмологические ведомости. 2019;12(1):5-12. https://doi.org/10.17816/OV1215-12.; Lemp MA (ed.). Dry Eye Disease: The Clinician's Guide to Diagnosis and Treatment. New York: Thieme; 2006.; Аветисов СЭ, Сурнина ЗВ, Ахмеджанова ЛТ, Георгиев С. Первые результаты клинико-диагностического анализа постковидной периферической невропатии. Вестник офтальмологии. 2021;137(4):58-64. https://doi.org/10.17116/oftalma202113704158.; Аветисов СЭ, Черненкова НА, Сурнина ЗВ, Ахмеджанова ЛТ, Фокина АС, Строков ИА. Возможности ранней диагностики диабетической полинейропатии на основе исследования нервных волокон роговицы. Вестник офтальмологии. 2020;136 (5-2):155-162. https://doi.org/10.17116/oftalma2020136052155.; Аветисов СЭ, Карабанов АВ, Сурнина ЗВ, Гамидов АА. Изменения нервных волокон роговицы на ранних стадиях болезни Паркинсона по данным лазерной конфокальной микроскопии (предварительное сообщение). Вестник офтальмологии. 2020;136 (5-2):191-196. https://doi.org/10.17116/oftalma2020136052191.; Сурнина ЗВ, Аверич ВВ. Количественная оценка структурных изменений роговицы на фоне длительного ношения контактных линз по результатам конфокальной микроскопии. Медицинский совет. 2023;17(6):214-219. https://doi.org/10.21518/ms2022-027.

Διαθεσιμότητα: https://www.med-sovet.pro/jour/article/view/8511
https://doi.org/10.21518/ms2024-308

Expression of membrane HSP70 on tumor cells during cultivation in 3D cultures ; Мембранная экспрессия Hsp70 на опухолевых клетках при объемном культивировании в 3D-культурах

Συγγραφείς: V. V. Kostenko, A. A. Boyko, M. V. Grechikhina, O. V. Ovsyanikova, A. M. Sapozhnikov, В. В. Костенко, А. А. Бойко, М. В. Гречихина, О. В. Овсяникова, А. М. Сапожников

Συνεισφορές: Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда (проект № 23-15-00472).

Πηγή: Medical Immunology (Russia); Том 26, № 4 (2024); 657-662 ; Медицинская иммунология; Том 26, № 4 (2024); 657-662 ; 2313-741X ; 1563-0625

Θεματικοί όροι: конфокальная микроскопия, breast cancer, pancreatic cancer, colon carcinomas, prostate carcinomas, 2D cultures, 3D cultures, fluorescence imaging, confocal microscopy, рак молочной железы, рак поджелудочной железы, карцинома толстой кишки, карцинома простаты, 2D-культуры, 3D-культуры, флуоресцентная визуализация

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/3030/1959; Albakova Z., Armeev G.A., Kanevskiy L.M., Kovalenko E.I., Sapozhnikov A.M. HSP70 multi-functionality in cancer. Cells, 2020, Vol. 9, no. 3, 587. doi:10.3390/cells9030587.; Alekseeva L.G., Ovsyanikova O.V., Schulga A.A., Grechikhina M.V., Shustova O.A., Kovalenko E.I., Svirshchevskaya E.V., Deyev S.M., Sapozhnikov A.M. Targeted delivery of HSP70 to tumor cells via supramolecular complex based on HER2-specific DARPin9_29 and the barnase:barstar pair. Cells, 2024, Vol. 13, 317. doi:10.3390/cells13040317.; Gastpar R., Gehrmann M., Bausero M.A., Asea A., Gross C., Schroeder J.A., Multhoff G. Heat shock protein 70 surface-positive tumor exosomes stimulate migratory and cytolytic activity of natural killer cells. Cancer Res., 2005, Vol. 65, no. 2, pp. 5238-5247.; Gehrmann M., Liebisch G., Schmitz G., Anderson R., Steinem C., de Maio A., Pockley G., Multhoff G. Tumor-specific Hsp70 plasma membrane localization is enabled by the glycosphingolipid Gb3. PLoS One, 2008, Vol. 3, no. 4, e1925. doi:10.1371/journal.pone.0001925.; Mayer M.P., Bukau B. Hsp70 chaperones: cellular functions and molecular mechanism. Cell Mol. Life Sci., 2005, Vol. 62, no. 6, pp. 670-684.; Molter C.W., Muszynski E.F., Tao Y., Trivedi T., Clouvel A., Ehrlicher A.J. Prostate cancer cells of increasing metastatic potential exhibit diverse contractile forces, cell stiffness, and motility in a microenvironment stiffness-dependent manner. Front. Cell Dev. Biol., 2022, Vol. 10, 932510. doi:10.3389/fcell.2022.932510.; Multhoff G., Botzler C., Wiesnet M., Müller E., Meier T., Wilmanns W., Issels R.D. A Stress-inducible 72- kda heat-shock protein (Hsp72) is expressed on the surface of human tumor cells, but not on normal cells. Int. J. Cancer, 1995, Vol. 61, no. 2, pp. 272-279.; Murphy M.E. The HSP70 family and cancer. Carcinogenesis, 2013, Vol. 34, no. 6, pp: 1181-1188.; Pfister K., Radons J., Busch R., Tidball J.G., Pfeifer M., Freitag L., Feldmann H.-J., Milani V., Issels R., Multhoff G. Patient survival by Hsp70 membrane phenotype: association with different routes of metastasis. J. Cancer, 2007, Vol. 110, pp. 926-935.; Shevtsov M.A., Komarova E.Y., Meshalkina D.A., Bychkova N.V., Aksenov N.D., Abkin S.V., Margulis B.A., Guzhova I.V. Exogenously delivered heat shock protein 70 displaces its endogenous analogue and sensitizes cancer cells to lymphocytes-mediated cytotoxicity. Oncotarget, 2014, Vol. 5, pp. 3101-3114.; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/3030

Διαθεσιμότητα: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/3030
https://doi.org/10.15789/1563-0625-EOM-16750

Endothelial Cells Survival in Human Corneal Grafts When Using the Modified Method Treatment of Keratoconus

Πηγή: Офтальмология. Восточная Европа. :311-327

Θεματικοί όροι: keratoconus, конфокальная микроскопия, жизнеспособность эндотелия роговицы, donor corneal tissue quality, viability of donor corneal endothelium, confocal microscopy, penetrating keratoplasty, ImageJ, 3. Good health, 03 medical and health sciences, 0302 clinical medicine, кератоконус, апоптоз, кератопластика, качество донорской роговицы

Восстановление и улучшение качества трехмерных изображений конфокальной микроскопии на основе алгоритма Ричардсона-Люси

Θεματικοί όροι: качество трехмерных изображений, Восстановление и улучшение, конфокальная микроскопия, алгоритм Ричардсона-Люси

ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ЛАЗЕРНОЙ СКАНИРУЮЩЕЙ КОНФОКАЛЬНОЙ МИКРОСКОПИИ ДЛЯ ИЗУЧЕНИЯ ПАРЕНХИМЫ СЕМЯН СОИ G. SOJA И G. MAX

Θεματικοί όροι: laser scanning confocal microscopy, Glycine soja Siebold & Zucc), aleurone grains, parenchyma, паренхима, алейроновые зёрна, soybean (Glycine max (L.) Merr, соя (Glycine max (L.) Merr, лазерная сканирующая конфокальная микроскопия

Fungal Keratitis. Part 2. Diagnosis and Treatment ; Грибковый кератит. Часть 2. Диагностика и лечение

Συγγραφείς: O. V. Shilovskikh, V. O. Ponomarev, V. L. Timofeev, О. В. Шиловских, В. О. Пономарев, В. Л. Тимофеев

Πηγή: Ophthalmology in Russia; Том 20, № 4 (2023); 593-600 ; Офтальмология; Том 20, № 4 (2023); 593-600 ; 2500-0845 ; 1816-5095 ; 10.18008/1816-5095-2023-4

Θεματικοί όροι: квантовые точки, polymerase chain reaction, confocal microscopy, natamycin, voriconazole, amphotericin B, quantum dots, полимеразная цепная реакция, конфокальная микроскопия, натамицин, вориконазол, амфотерицин Б

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2226/1151; Dalmon C, Porco TC, Lietman TM, Prajna NV, Prajna L, Das MR, Kumar JA, Mascarenhas J, Margolis TP, Whitcher JP, Jeng BH, Keenan JD, Chan MF, McLeod SD, Acharya NR. The clinical differentiation of bacterial and fungal keratitis: a photographic survey. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2012 Apr 2;53(4):1787–1791. doi:10.1167/iovs.11-8478.; Thomas PA, Kaliamurthy J. Mycotic keratitis: epidemiology, diagnosis and management. Clin Microbiol Infect. 2013 Mar;19(3):210–220. doi:10.1111/14690691.12126.; Sharma S, Kunimoto DY, Gopinathan U, Athmanathan S, Garg P, Rao GN. Evaluation of corneal scraping smear examination methods in the diagnosis of bacterial and fungal keratitis: a survey of eight years of laboratory experience. Cornea. 2002 Oct;21(7):643–647. doi:10.1097/00003226-200210000-00002.; Bharathi MJ, Ramakrishnan R, Meenakshi R, Mittal S, Shivakumar C, Srinivasan M. Microbiological diagnosis of infective keratitis: comparative evaluation of direct microscopy and culture results. Br J Ophthalmol. 2006 Oct;90(10):1271–1276. doi:10.1136/bjo.2006.096230.; Alfonso EC. Genotypic identification of Fusarium species from ocular sources: comparison to morphologic classification and antifungal sensitivity testing (an AOS thesis). Trans Am Ophthalmol Soc. 2008;106:227–239.; Thomas PA. Current perspectives on ophthalmic mycoses. Clin Microbiol Rev. 2003 Oct;16(4):730–797. doi:10.1128/CMR.16.4.730-797.2003.; Ferrer C, Alió JL. Evaluation of molecular diagnosis in fungal keratitis. Ten years of experience. J Ophthalmic Inflamm Infect. 2011 Feb 23;1(1):15–22. doi:10.1007/s12348-011-0019-9.; Vengayil S, Panda A, Satpathy G, Nayak N, Ghose S, Patanaik D, Khokhar S. Polymerase chain reaction-guided diagnosis of mycotic keratitis: a prospective evaluation of its efficacy and limitations. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2009 Jan;50(1):152–156. doi:10.1167/iovs.07-1283.; Kim E, Chidambaram JD, Srinivasan M, Lalitha P, Wee D, Lietman TM, Whitcher JP, Van Gelder RN. Prospective comparison of microbial culture and polymerase chain reaction in the diagnosis of corneal ulcer. Am J Ophthalmol. 2008 Nov;146(5):714–723, 723.e1. doi:10.1016/j.ajo.2008.06.009.; Hoffman JJ, Dart JKG, De SK, Carnt N, Cleary G, Hau S. Comparison of culture, confocal microscopy and PCR in routine hospital use for microbial keratitis diagnosis. Eye (Lond). 2022 Nov;36(11):2172–2178. doi:10.1038/s41433-021-01812-7.; Chidambaram JD, Prajna NV, Larke N, Macleod D, Srikanthi P, Lanjewar S, Shah M, Lalitha P, Elakkiya S, Burton MJ. In vivo confocal microscopy appearance of Fusarium and Aspergillus species in fungal keratitis. Br J Ophthalmol. 2017 Aug;101(8):1119–1123. doi:10.1136/bjophthalmol-2016-309656.; Brasnu E, Bourcier T, Dupas B, Degorge S, Rodallec T, Laroche L, Borderie V, Baudouin C. In vivo confocal microscopy in fungal keratitis. Br J Ophthalmol. 2007 May;91(5):588–591. doi:10.1136/bjo.2006.107243.; Скрябина Е.В., Астахов Ю.С., Коненкова Я.С., Касымов Ф.О., Зумбулидзе Н.Г., Варганова Т.С., Петухов В.П., Пиргунова А.А., Масян Я., Климко Н.Н., Богомолова Т.С., Десятик Е.А. Диагностика и лечение грибкового кератита. Часть I. Офтальмологические ведомости. 2018;11(3):63–73. doi:10.17816/OV11363-73.; Hixson A, Blanc S, Sowka J. Monitoring keratitis resolution with optical coherence tomography. Optom Vis Sci. 2014 Apr;91(4 Suppl 1):S40–45. doi:10.1097/OPX.0000000000000189.; Soliman W, Fathalla AM, El-Sebaity DM, Al-Hussaini AK. Spectral domain anterior segment optical coherence tomography in microbial keratitis. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 2013 Feb;251(2):549–553. doi:10.1007/s00417-012-2086-5.; Takezawa Y, Suzuki T, Shiraishi A. Observation of Retrocorneal Plaques in Patients With Infectious Keratitis Using Anterior Segment Optical Coherence Tomography. Cornea. 2017 Oct;36(10):1237–1242. doi:10.1097/ICO.0000000000001286.; Kaji Y, Hiraoka T, Oshika T. Increased level of (1,3)-beta-D-glucan in tear fluid of mycotic keratitis. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 2009 Jul;247(7):989–992. doi:10.1007/s00417-008-1032-z.; Iwanaga S. Biochemical principle of Limulus test for detecting bacterial endotoxins. Proc Jpn Acad Ser B Phys Biol Sci. 2007 May;83(4):110–119. doi:10.2183/pjab.83.110.; Atalay A, Koc AN, Suel A, Sav H, Demir G, Elmali F, Cakir N, Seyedmousavi S. Conventional Morphology Versus PCR Sequencing, rep-PCR, and MALDI-TOFMS for Identification of Clinical Aspergillus Isolates Collected Over a 2-Year Period in a University Hospital at Kayseri, Turkey. J Clin Lab Anal. 2016 Sep;30(5):745–750. doi:10.1002/jcla.21932.; Шиловских О.В., Пономарев В.О., Казайкин В.Н., Куликов А.Н., Демченко Н.С., Ткаченко К.А., Бейкин Я.Б., Розанова С.М., Кырф М.В. Современные технологии микробиологических исследований в офтальмологии. Офтальмохирургия. 2023;1:97–102. doi:10.25276/0235-4160-2023-1-97-102.; Ghosh AK, Thammasudjarit R, Jongkhajornpong P, Attia J, Thakkinstian A. Deep Learning for Discrimination Between Fungal Keratitis and Bacterial Keratitis: DeepKeratitis. Cornea. 2022 May 1;41(5):616–622. doi:10.1097/ICO.0000000000002830.; Самойлов А.Н., Давлетшина Н.И. Анализ этиологии и антимикробной чувствительности возбудителей грибковых кератитов в серии клинических случаев. Офтальмохирургия. 2020;1:71–76. doi:10.25276/0235-4160-2020-1-71-76.; Srinivasan M, Upadhyay MP, Priyadarsini B, Mahalakshmi R, Whitcher JP. Corneal ulceration in south-east Asia III: prevention of fungal keratitis at the village level in south India using topical antibiotics. Br J Ophthalmol. 2006 Dec;90(12):1472–1475. doi:10.1136/bjo.2006.103028.; Обрубов А.С., Бельская К.И. Фармакотерапия грибковых кератитов (обзор литературы) Офтальмохирургия. 2018;1;98–102. doi:10.25276/0235-41602018-1-98-102.; Ong HS, Fung SSM, Macleod D, Dart JKG, Tuft SJ, Burton MJ. Altered Patterns of Fungal Keratitis at a London Ophthalmic Referral Hospital: An Eight-Year Retrospective Observational Study. Am J Ophthalmol. 2016 Aug;168:227–236. doi:10.1016/j.ajo.2016.05.021.; Arora R, Gupta D, Goyal J, Kaur R. Voriconazole versus natamycin as primary treatment in fungal corneal ulcers. Clin Exp Ophthalmol. 2011 Jul;39(5):434–440. doi:10.1111/j.1442-9071.2010.02473.x.; Kaur IP, Rana C, Singh H. Development of effective ocular preparations of antifungal agents. J Ocul Pharmacol Ther. 2008 Oct;24(5):481–493. doi:10.1089/jop.2008.0031.; Давлетшина Н.И., Самойлов А.Н. Эпидемиология и методы лечения грибковых кератитов. Вестник офтальмологии. 2020;136(4):138–145. doi:10.17116/oftalma2020136041138.; Saluja G, Sharma N, Agarwal R, Sharma HP, Singhal D, Kumar Maharana P, Sinha R, Agarwal T, Velpandian T, Titiyal JS, Satpathy G. Comparison of Safety and Efficacy of Intrastromal Injections of Voriconazole, Amphotericin B and Natamycin in Cases of Recalcitrant Fungal Keratitis: A Randomized Controlled Trial. Clin Ophthalmol. 2021 Jun 14;15:2437–2446. doi:10.2147/OPTH.S301878.; O’Day DM. Selection of appropriate antifungal therapy. Cornea. 1987;6(4):238–245. doi:10.1097/00003226-198706040-00002.; Hamill RJ. Amphotericin B formulations: a comparative review of efficacy and toxicity. Drugs. 2013 Jun;73(9):919–934. doi:10.1007/s40265-013-0069-4.; Muller GG, Kara-Jose N, Castro RS. Antifungals in eye infections: drugs and routes of administration. Rev Bras Oftalmol.2013;72(2);132–141. doi:10.1590/S003472802013000200014.; Manzouri B, Vafidis GC, Wyse RK. Pharmacotherapy of fungal eye infections. Expert Opin Pharmacother. 2001 Nov;2(11):1849–1857. doi:10.1517/14656566.2.11.1849.; Bhadange Y, Shah B, Takkar B, Sinha R. Review of Doses of Important Drugs in Ophthalmology. The Official Scientific Journal of Delhi Ophthalmological Society. 2011;21;23–27.; Ross M, Palomino AMF, Deschênes J. Fungal Keratitis Treatment & Management. 19.07.2019. Update 06.04.2023. URL: https://emedicine.medscape.com/article/1194167-treatment; Parchand S, Gupta A, Ram J, Gupta N, Chakrabarty A. Voriconazole for fungal corneal ulcers. Ophthalmology. 2012 May;119(5):1083. doi:10.1016/j.ophtha.2011.11.034.; Prajna NV, Krishnan T, Mascarenhas J, Rajaraman R, Prajna L, Srinivasan M, Raghavan A, Oldenburg CE, Ray KJ, Zegans ME, McLeod SD, Porco TC, Acharya NR, Lietman TM; Mycotic Ulcer Treatment Trial Group. The mycotic ulcer treatment trial: a randomized trial comparing natamycin vs voriconazole. JAMA Ophthalmol. 2013 Apr;131(4):422–429. doi:10.1001/jamaophthalmol.2013.1497.; Hoffman JJ, Yadav R, Sanyam SD, Chaudhary P, Roshan A, Singh SK, Singh SK, Mishra SK, Arunga S, Hu VH, Macleod D, Leck A, Burton MJ. Topical Chlorhexidine 0.2 % versus Topical Natamycin 5 % for the Treatment of Fungal Keratitis in Nepal: A Randomized Controlled Noninferiority Trial. Ophthalmology. 2022 May;129(5):530–541. doi:10.1016/j.ophtha.2021.12.004.; Prajna NV, Krishnan T, Rajaraman R, Patel S, Srinivasan M, Das M, Ray KJ, O’Brien KS, Oldenburg CE, McLeod SD, Zegans ME, Porco TC, Acharya NR, Lietman TM, Rose-Nussbaumer J; Mycotic Ulcer Treatment Trial II Group. Effect of Oral Voriconazole on Fungal Keratitis in the Mycotic Ulcer Treatment Trial II (MUTT II): A Randomized Clinical Trial. JAMA Ophthalmol. 2016 Dec1;134(12):1365–1372. doi:10.1001/jamaophthalmol.2016.4096.; Mundra J, Dhakal R, Mohamed A, Jha G, Joseph J, Chaurasia S, Murthy S. Outcomes of therapeutic penetrating keratoplasty in 198 eyes with fungal keratitis. Indian J Ophthalmol. 2019 Oct;67(10):1599–1605. doi:10.4103/ijo.IJO_1952_18.; Hoffman JJ, Arunga S, Mohamed Ahmed AHA, Hu VH, Burton MJ. Management of Filamentous Fungal Keratitis: A Pragmatic Approach. J Fungi (Basel). 2022 Oct 11;8(10):1067. doi:10.3390/jof8101067.; Chen X, Li X, Zhang X, Guo X, Qi X, Li S, Shi W, Gao H. Comparison of complications and visual outcomes between big-bubble deep anterior lamellar keratoplasty and penetrating keratoplasty for fungal keratitis. Clin Exp Ophthalmol. 2021 Aug;49(6):550–559. doi:10.1111/ceo.13951.; Anwar M, Teichmann KD. Deep lamellar keratoplasty: surgical techniques for anterior lamellar keratoplasty with and without baring of Descemet’s membrane. Cornea. 2002 May;21(4):374–383. doi:10.1097/00003226-200205000-00009.; Zheng Q, Zhang Y, Ren Y, Zhao Z, Hua S, Li J, Wang H, Ye C, Kim AD, Wang L, Chen W. Deep anterior lamellar keratoplasty with cross-linked acellular porcine corneal stroma to manage fungal keratitis. Xenotransplantation. 2021 Mar;28(2):e12655. doi:10.1111/xen.12655.; Ting DSJ, Henein C, Said DG, Dua HS. Amniotic membrane transplantation for infectious keratitis: a systematic review and meta-analysis. Sci Rep. 2021 Jun 21;11(1):13007. doi:10.1038/s41598-021-92366-x.; Sharma A, Mohan K, Sharma R, Nirankari VS. Repositioning of pedicle conjunctival flap performed for refractory corneal ulcer. Middle East Afr J Ophthalmol. 2014 Jan-Mar;21(1):89–91. doi:10.4103/0974-9233.124118.; Gulias-Cañizo R, Benatti A, De Wit-Carter G, Hernández-Quintela E, Sánchez-Huerta V. Photoactivated Chromophore for Keratitis-Corneal Collagen Cross-Linking (PACK-CXL) Improves Outcomes of Treatment-Resistant Infectious Keratitis. Clin Ophthalmol. 2020 Dec 21;14:4451–4457. doi:10.2147/OPTH.S284306.; Panda A, Krishna SN, Kumar S. Photo-activated riboflavin therapy of refractory corneal ulcers. Cornea. 2012 Oct;31(10):1210–1213. doi:10.1097/ICO.0b013e31823f8f48.; Ченцова Е.В., Вериго Е.Н., Хазамова А.И. Дифференцированный подход к комплексному лечению язв роговицы. Офтальмология. 2018;15(3):256–263. doi:10.18008/1816-5095-2018-3-256-263.; Каспарова Е.А., Федоров А.А., Бяо Ян. Клинические результаты модифицированного кросслиникинга в лечении гнойных кератитов и язв роговицы. Вестник офтальмологии. 2020;136(3):64–73. doi:10.17116/oftalma202013603164.; Prajna NV, Radhakrishnan N, Lalitha P, Austin A, Ray KJ, Keenan JD, Porco TC, Lietman TM, Rose-Nussbaumer J. Cross-Linking-Assisted Infection Reduction: A Randomized Clinical Trial Evaluating the Effect of Adjuvant Cross-Linking on Outcomes in Fungal Keratitis. Ophthalmology. 2020 Feb;127(2):159–166. doi:10.1016/j.ophtha.2019.08.029.; Pellegrino F, Carrasco MA. Argon laser phototherapy in the treatment of refractory fungal keratitis. Cornea. 2013 Jan;32(1):95–97. doi:10.1097/ICO.0b013e318256140e.; Khater MM, El-Shorbagy MS, Selima AA. Argon laser photocoagulation versus intrastromal voriconazole injection in treatment of mycotic keratitis. Int J Ophthalmol. 2016 Feb 18;9(2):225–229. doi:10.18240/ijo.2016.02.07.; Khater MM. Amniotic Membrane Graft with Argon Laser Photocoagulation Versus Amniotic Membrane Graft with Tissue Debridement for Treatment of Mycotic Keratitis. Semin Ophthalmol. 2017;32(3):348–352. doi:10.3109/08820538.2015.1090613.; Пономарев В.О., Казайкин В.Н., Лизунов А.В., Вохминцев А.С., Вайнштейн И.А., Дежуров С.В. Оценка офтальмотоксического воздействия квантовых точек и биоконъюгатов на их основе в аспекте перспектив лечения резистентных эндофтальмитов. Экспериментальное исследование (1-й этап). Офтальмология. 2021;18(3):476–487. doi:10.18008/1816-5095-2021-3-476-487.; Пономарев В.О., Казайкин В.Н., Лизунов А.В., Вохминцев А.С., Вайнштейн И.А., Дежуров С.В., Марышева В.В. Оценка офтальмотоксического воздействия квантовых точек InP/ZnSe/ZnS 660 и биоконъюгатов на их основе в аспекте перспектив лечения резистентных эндофтальмитов. Экспериментальное исследование. Часть 2 (1-й этап). Офтальмология. 2021;18(4):876–884. doi:10.18008/18165095-2021-4-876-884.; Пономарев В.О., Казайкин В.Н., Лизунов А.В., Розанова С.М., Кырф М.В., Ткаченко К.А. Лабораторный анализ антиинфекционной активности квантовых точек и биоконъюгатов на их основе в отношении потенциальной глазной синегнойной инфекции. Экспериментальное исследование (часть 4). Офтальмология. 2022;19(2):429–433. doi:10.18008/1816-5095-2022-2-429-433.; Пономарев В.О., Казайкин В.Н., Дежуров С.В., Розанова С.М., Кырф М.В., Тимофеев В.Л. Перспективы применения наночастиц Ag(10 %):InP/ZnS MPA в лечении дрожжевых кератомикозов. Офтальмохирургия. 2022;4:66–73. doi:10.25276/0235-4160-2022-4-66-73.; Пономарев В.О., Казайкин В.Н., Тимофеев В.Л, Ткаченко К.А. Екатеринбургский центр МНТК Микрохирургия глаза. Лекарственное средство для лечения резистентного грибкового кератита и способ его применения. Патент RU 2790703, 28.02.2023.; https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2226

Διαθεσιμότητα: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2226
https://doi.org/10.18008/1816-5095-2023-4-593-600

Acute Purulent Keratitis of Mixed Etiology Developed during Contact Lens Wearing. Clinical Case ; Острый гнойный кератит смешанной этиологии, развившийся на фоне ношения контактных линз. Клинический случай

Συγγραφείς: Evg. A. Kasparova, N. R. Marchenko, M. N. Narbut, Z. V. Surnina, D. A. Krivolapova, Евг. А. Каспарова, Н. Р. Марченко, М. Н. Нарбут, З. В. Сурнина, Д. А. Криволапова

Πηγή: Ophthalmology in Russia; Том 19, № 4 (2022); 898-905 ; Офтальмология; Том 19, № 4 (2022); 898-905 ; 2500-0845 ; 1816-5095 ; 10.18008/1816-5095-2022-4

Θεματικοί όροι: конфокальная микроскопия роговицы, purulent keratitis, infectious keratitis, mixed keratitis, Pseudomonas aeruginosa, modified crosslinking (M-CXL), acanthamoeba keratitis, scanning electron microscopy (SEM), corneal confocal microscopy, гнойный кератит, инфекционный кератит, смешанный кератит, синегнойная язва роговицы, модифицированный кросслинкинг (М-КРЛ), акантамебный кератит, сканирующая электронная микроскопия (СЭМ)

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2003/1059; Каспарова Евг.А. Гнойные язвы роговицы: этиология, патогенез, классификация. Вестник офтальмологии. 2015;131(5):87–97. DOI:10.17116/oftalma2015131587-97; Kaufman H.E., Barron B.A., McDonald M.B. Parasitic infections. The Cornea 2 nd Edition. Butterworth Heinemann; 1998. 333 p.; Hsu C.C. Dendrite like anterior stromal keratitis coinfected with Acanthamoeba and Pseudomonas in an orthokeratology contact lens wearer. Taiwan journal of ophthalmology. 2019;9(2):131–133. DOI:10.4103/tjo.tjo_114_17; Sharma R., Jhanji V., Satpathy G., Sharma N., Khokhar S., Agarwal T. Coinfection with Acanthamoeba and Pseudomonas in contact lens associated keratitis. Optometry and vision science: official publication of the American Academy of Optometry. 2013 Feb;90(2):e53–55. DOI:10.1097/OPX.0b013e31827f15b4. PMID: 23334312; Agi J., Rocchetti T.T., Yu M.C.Z., Farah M.L., Ramos F., Freitas D., Höfling Lima A.L. Three Decades of Contact Lens associated Microbial Keratitis in a Referral Hospital in São Paulo, Brazil. Arquivos brasileiros de oftalmologia. 2021 Jul 14;84(5):474–480. DOI:10.5935/0004-2749.20210079; Ting D.S.J., Ho C.S., Deshmukh R., Said D.G., Dua H.S. Infectious keratitis: an update on epidemiology, causative microorganisms, risk factors, and antimicrobial resistance. Eye (London, England). 2021 Apr;35(4):1084–1101. DOI:10.1038/s41433-020-01339-3. Epub 2021 Jan 7. Erratum in: Eye (Lond). 2021 Oct;35(10):2908.; Ян Бяо, Каспарова Е.А., Собкова О.И. Модифицированный кросслинкинг в лечении гнойных кератитов. Современные технологии хирургического лечения роговицы. 2020,35(4):108. DOI:10.25276/2312-4911-2020-4-86-87; Марченко Н.Р., Каспарова Е.А., Будникова Е.А., Макарова М.А. Поражение переднего сегмента глаза при коронавирусной инфекции (COVID 19). Вестник офтальмологии. 2021;137(6):142–148. DOI:10.17116/oftalma2021137061142; Каспарова Евг.А. Гнойные язвы роговицы: клиника, диагностика, консервативное лечение. Вестник офтальмологии. 2015;131(6):106–121. DOI:10.17116/oftalma20151316106-119; Каспарова Евг.А., Каспаров А.А., Каспарова Е.А., Зайцев А.В. Развитой двусторонний синегнойный склерокератит у пациентки в коме (клинический случай). Вестник офтальмологии. 2017;133(4):68–73. DOI:10.17116/oftalma2017133468-73; Termote K., Joe A.W., Butler A.L., McCarthy M., Blondeau J.M., Iovieno A., Holland S.P., Yeung S.N. Epidemiology of bacterial corneal ulcers at tertiary centres in Vancouver, B.C. Canadian journal of ophthalmology. Journal canadien d’ophtalmologie. 2018 Aug;53(4):330–336. DOI:10.1016/j.jcjo.2017.11.001; Каспаров А.А., Садыхов А.К., Маложен С.А. Лечение гнойных язв роговицы. Вестник офтальмологии. 1987;103(6):67–71.; Каспарова Е.А., Марченко Н.Р., Сурнина З.В., Митичкина Т.С. Возможности конфокальной микроскопии в диагностике акантамебного кератита. Вестник офтальмологии. 2021;137(5-2):201–208. DOI:10.17116/oftalma2021137052201; Ung L., Bispo P.J.M., Shanbhag S.S., Gilmore M.S., Chodosh J. The persistent dilemma of microbial keratitis: Global burden, diagnosis, and antimicrobial resistance. Survey of ophthalmology. 2019 May Jun;64(3):255–271. DOI:10.1016/j.survophthal.2018.12.003; Yugay N.M., Novikov I.A., Subbot A.M., Khalatyan K.S. Fast and easy visualization method of impression cytology probe with microbiota detection on the ocular surface. 26th International Student Congress Of (bio)Medical Sciences, Groningen (Netherlands). 2019. 412 p.; Khan M., Stapleton F., Summers S., Rice S.A., Willcox M.D.P. Antibiotic Resistance Characteristics of Pseudomonas aeruginosa Isolated from Keratitis in Australia and India. Antibiotics (Basel, Switzerland). 2020;9(9):600. Published 2020 Sep 14. DOI:10.3390/antibiotics9090600; Schulte A.J., Agan B.K., Wang H.C., McGann P.T., Davies B.W., Legault G.L., Justin G.A. Multidrug Resistant Organisms from Ophthalmic Cultures: Antibiotic Resistance and Visual Acuity. Military medicine. 2020 Aug 14;185(7–8):e1002–e1007. DOI:10.1093/milmed/usaa111. PMID: 32588895; Jhanji V., Sharma N., Satpathy G., Titiyal J. Fourth generation fluoroquinolone-resistant bacterial keratitis. Journal of cataract and refractive surgery. 2007 Aug;33(8):1488–1489. DOI:10.1016/j.jcrs.2007.04.015; Каспарова Евг.А., Ян Бяо, Собкова О.И. Модифицированный кросслинкинг в лечении гнойной язвы роговицы. Клинический случай. Офтальмология. 2017;14(3):274–277. DOI:10.18008/1816-5095-2017-3-274-277; Makdoumi K., Bäckman A., Mortensen J., Crafoord S. Evaluation of antibacterial efficacy of photo activated riboflavin using ultraviolet light (UVA). Graefe’s archive for clinical and experimental ophthalmology. 2010;248:207–212. DOI:10.1007/s00417-009-1231-2; Kymionis G.D., Kouroupaki A.I., Liakopoulos D.A., Arandjelovic I.R., Tsoulnaras K.I. Multiorganism, drug resistant keratitis treated by corneal crosslinking. European journal of ophthalmology. 2016 Jul 1;26(4):e67–e70. DOI:10.5301/ejo.5000755; Richoz O., Moore J., Hafezi F., Moore T. Corneal cross linking as an adjuvant therapy in the management of recalcitrant deep stromal fungal keratitis: a randomized trial. Am J Ophthalmol. 2015;160(3):616–617. DOI:10.1016/j.ajo.2015.06.014; Said D.G., Elalfy M.S., Gatzioufas Z., El Zakzouk E.S., Hassan M.A., Saif M.Y., Zaki A.A., Dua H.S., Hafezi F. Collagen cross linking with photoactivated riboflavin (PACK CXL) for the treatment of advanced infectious keratitis with corneal melting. Ophthalmology. 2014 Jul;121(7):1377–1382. DOI:10.1016/j.ophtha.2014.01.011; Каспарова Е.А., Каспаров А.А., Левицкий Ю.В., Ципурская О.И. Взаимосвязь фокальных одонтогенных очагов инфекции и воспалительных заболеваний глаза. Стоматология. 2019;98(6):124–130. DOI:10.17116/oftalma201913506112412; Марченко Н.Р., Каспарова Евг.А. Лечение акантамебного кератита. Вестник офтальмологии. 2016;132(5):110–116. DOI:10.17116/oftalma20161325110-116; Marquart M.E, O’Callaghan R.J. Infectious keratitis: secreted bacterial proteins that mediate corneal damage. Journal of ophthalmology. 2013;2013:369094. DOI:10.1155/2013/369094; Xu S., Liu X., Liu X., Shi Y., Jin X., Zhang N., Li X., Zhang H. Wedelolactone ameliorates Pseudomonas aeruginosa induced inflammation and corneal injury by suppressing caspase 4/5/11/GSDMD mediated non canonical pyroptosis. Experimental eye research. 2021 Oct;211:108750. DOI:10.1016/j.exer.2021.108750. Epub 2021 Sep 2. PMID: 34481822; Руднов В.А. Антибиотикотерапия госпитальных инфекций вызванных P. Aeruginosa. Российский медицинский журнал. Клиническая офтальмология, 2005;13(7):485–490.; Ковалевская М.А. Майчук Д.Ю. Бржеский В.В. Майчук Ю.Ф. Околов И.Н. Синдром «красного глаза». Практическое руководство для врачей офтальмологов. Под ред. Майчука Д.Ю. М., 2010.; McLeod S.D., LaBree L.D., Tayyanipour R., Flowers C.W., Lee P.P., McDonnell P.J. The importance of initial management in the treatment of severe infectious corneal ulcers. Ophthalmology. 1995;102(12):1943–1948 DOI:10.1016/s0161-6420(95)30771-3; Al Mujaini A., Al Kharusi, Wali U.K. Bacterial Keratitis: Perspective on Epidemiology, Clinico Pathogenesis, Diagnosis and Treatment. Sultan Qaboos University medical journal. 2009;9(2):184–195. Epub 2009 Jun 30.; Baum J., Barra M. Topical V.S. Subconjunctival treatment of bacterial corneal ulcers. Ophthalmology. 1983;90(2):162–168. DOI:10.1016/s0161-6420(83)34583-8; Baum J. Treatment of bacterial ulcers of the cornea in the rabbit: a comparison of administration by eyedrops and subconjunctival injections. Transactions of the American Ophthalmological Society. 1982;80:369–390.; Assil K.K., Frucht Perry J., Ziegler E., Schanzlin D.J., Schneiderman T., Weinreb R.N. Tobramycin Liposomes, Single Subconjuncrival Therapy of Pseudomonal Keratins. Investigative ophthalmology & visual science. 1991;32(13):3216-3220.; Bharathi M.J., Ramakrishnan R., Meenakshi R., Shivakumar C., Lional R.L. Analysis of the risk factors predisposing to fungal, bacterial & Acanthamoeba keratitis in South India. Indian Journal of Medical Research. 2009;130(6):749-757.; Каспарова Е.А., Федоров А.А., Собкова О.И. Влияние форсированных инстилляций растворов противоинфекционных средств на ткани глаза (экспериментальное исследование). Вестник офтальмологии. 2019;135(5):160–170. DOI:10.17116/oftalma2019135052160; Darusman K.R., Sitompul R., Susiyanti M., Sudarmono P., Estuningtyas A. Efficacy of Topical Levofloxacin 0.5% in Treating Levofloxacin Resistant Pseudomonas aeruginosa Induced Keratitis. Asia-Pacific journal of ophthalmology (Philadelphia, Pa.). 2012;1(2):120–125. DOI:10.1097/APO.0b013e31824a6589; Tsubota K. New approaches in dry eye management. Supplying missing tear components to the ocular surface epithelium. In: Kinoshita S, Ohashi Y, eds. Current Opinions in the Kyoto Cornea Club. Vol. 1. Amsterdam: Kugler Publications; 1997. P. 27-32.; https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2003

Διαθεσιμότητα: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/2003
https://doi.org/10.18008/1816-5095-2022-4-898-905

Clinical manifestation of corneal epithelial dystrophy after LASIK ; Клиническая манифестация эпителиальной дистрофии роговицы после LASIK

Συγγραφείς: Z. V. Surnina, E. V. Sukhanova, A. A. Gamidov, З. В. Сурнина, Е. В. Суханова, А. А. Гамидов

Πηγή: Meditsinskiy sovet = Medical Council; № 23 (2022); 275-283 ; Медицинский Совет; № 23 (2022); 275-283 ; 2658-5790 ; 2079-701X

Θεματικοί όροι: оптическая когерентная томография, LASIK, corneal dystrophies, in vivo corneal confocal microscopy, optical coherence tomography, дистрофии роговицы, конфокальная микроскопия роговицы

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.med-sovet.pro/jour/article/view/7304/6526; Wen D., McAlinden C., Flitcroft I., Tu R., Wang Q., Alió J. et al. Postoperative Efficacy, Predictability, Safety, and Visual Quality of Laser Corneal Refractive Surgery: A Network Meta-analysis. Am J Ophthalmol. 2017;(178):65–78. https://doi.org/10.1016/j.ajo.2017.03.013.; Lau Y.T., Shih K.C., Tse R.H., Chan T.C., Jhanji V. Comparison of Visual, Refractive and Ocular Surface Outcomes Between Small Incision Lenticule Extraction and Laser-Assisted In Situ Keratomileusis for Myopia and Myopic Astigmatism. Ophthalmol Ther. 2019;8(3):373–386. https://doi.org/10.1007/s40123-019-0202-x.; Sahay P., Bafna R.K., Reddy J.C., Vajpayee R.B., Sharma N. Complications of laser-assisted in situ keratomileusis. Indian J Ophthalmol. 2021;69(7):1658–1669. https://doi.org/10.4103/ijo.ijo_1872_20.; Wang B., Naidu R.K., Chu R., Dai J., Qu X., Zhou H. Dry Eye Disease following Refractive Surgery: A 12-Month Follow-Up of SMILE versus FS-LASIK in High Myopia. J Ophthalmol. 2015;(2015):132417. https://doi.org/10.1155/2015/132417.; Wu P.Y., Tsui M.C., Chang C.K., Chang H.W., Chen W.L. Epithelial basement membrane dystrophy after femtosecond laser-assisted LASIK successfully treated with in vivo confocal microscopy-assisted photorefractive keratectomy. J Cataract Refract Surg. 2020;46(12):e17–e19. https://doi.org/10.1097/j.jcrs.0000000000000354.; Pérez-Santonja J.J., Galal A., Cardona C., Artola A., Ruíz-Moreno J.M., Alió J.L. Severe corneal epithelial sloughing during laser in situ keratomileusis as a presenting sign for silent epithelial basement membrane dystrophy. J Cataract Refract Surg. 2005;31(10):1932–1937. https://doi.org/10.1016/j.jcrs.2005.06.041.; Woreta F.A., Davis G.W., Bower K.S. LASIK and surface ablation in corneal dystrophies. Surv Ophthalmol. 2015;60(2):115–122. https://doi.org/10.1016/j.survophthal.2014.08.003.; Kymionis G.D., Diakonis V.F., Bouzoukis D.I., Yoo S.H., Pallikaris I.G. Photorefractive keratectomy in a patient with epithelial basement membrane dystrophy. Semin Ophthalmol. 2007;22(1):59–61. https://doi.org/10.1080/08820530601162768.; Weiss J.S., Møller H.U., Aldave A.J., Seitz B., Bredrup C., Kivelä T. et al. IC3D classification of corneal dystrophies--edition 2. Cornea. 2015;34(2):117–159. https://doi.org/10.1097/ico.0000000000000307.; Cogan D.G., Donaldson D.D., Kuwabara T., Marshall D. Microcystic dystrophy of the corneal epithelium. Trans Am Ophthalmol Soc. 1964;(62):213–225. Available at: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/14269893/.; Lin Z.N., Chen J., Cui H.P. Characteristics of corneal dystrophies: a review from clinical, histological and genetic perspectives. Int J Ophthalmol. 2016;9(6):904–913. https://doi.org/10.18240/ijo.2016.06.20.; Труфанов С.В., Текеева Л.Ю., Саловарова Е.П., Баг Р.З., Суханова Е.В. Дистрофии роговицы. Вестник офтальмологии. 2018;134(5):118–125. https://doi.org/10.17116/oftalma2018134051118.; Miller D.D., Hasan S.A., Simmons N.L., Stewart M.W. Recurrent corneal erosion: a comprehensive review. Clin Ophthalmol. 2019;(13):325–335. https://doi.org/10.2147/opth.s157430.; Труфанов С.В., Текеева Л.Ю., Сурнина З.В., Маложен С.А. Морфологические изменения роговицы при синдроме рецидивирующей эрозии после шлифовки боуменовой мембраны алмазным бором. Вестник офтальмологии. 2019;135(5):24–30. https://doi.org/10.17116/oftalma201913505124.; Kobayashi A., Yokogawa H., Sugiyama K. In vivo laser confocal microscopy findings in patients with map-dot-fingerprint (epithelial basement membrane) dystrophy. Clin Ophthalmol. 2012;(6):1187–1190. https://doi.org/10.2147/opth.s34196.; Ghouali W., Sandali O., Ameline B., Basli E., Goemaere I., Borderie V., Laroche L. Dystrophie de Cogan révélée après chirurgie réfractive de type Lasik. J Fr Ophtalmol. 2013;36(8):e137–140. https://doi.org/10.1016/j.jfo.2012.11.017.; Mehra S., Tavakoli M., Kallinikos P.A., Efron N., Boulton A.J., Augustine T., Malik R.A. Corneal confocal microscopy detects early nerve regeneration after pancreas transplantation in patients with type 1 diabetes. Diabetes Care. 2007;30(10):2608–2612. https://doi.org/10.2337/dc07-0870.; Ziegler D., Papanas N., Zhivov A., Allgeier S., Winter K., Ziegler I. et al. Early detection of nerve fiber loss by corneal confocal microscopy and skin biopsy in recently diagnosed type 2 diabetes. Diabetes. 2014;63(7):2454–2463. https://doi.org/10.2337/db13-1819.; Аветисов С.Э., Новиков И.А., Махотин С.С., Сурнина З.В. Новый принцип морфометрического исследования нервных волокон роговицы на основе конфокальной биомикроскопии при сахарном диабете. Вестник офтальмологии. 2015;131(4):5–14. Режим доступа: https://www.elibrary.ru/item.asp?id=24067677.; Новиков И.А., Махотин С.С., Сурнина З.В. Вычисление коэффициентов анизотропии и симметричности направленности нервов роговицы на основе автоматизированного распознавания цифровых конфокальных изображений. Медицинская техника. 2015;3(291):23–25. Режим доступа: https://www.elibrary.ru/item.asp?id=24932357.; Ang M., Baskaran M., Werkmeister R.M., Chua J., Schmidl D., Aranha Dos Santos V. et al. Anterior segment optical coherence tomography. Prog Retin Eye Res. 2018;(66):132–156. https://doi.org/10.1016/j.preteyeres.2018.04.002.; Jiao H., Hill L.J., Downie L.E., Chinnery H.R. Anterior segment optical coherence tomography: its application in clinical practice and experimental models of disease. Clin Exp Optom. 2019;102(3):208–217. https://doi.org/10.1111/cxo.12835.; Sridhar M.S., Martin R. Anterior segment optical coherence tomography for evaluation of cornea and ocular surface. Indian J Ophthalmol. 2018;66(3):367–372. https://doi.org/10.4103/ijo.ijo_823_17.; Аветисов С.Э., Сурнина З.В., Ахмеджанова Л.Т., Георгиев С. Первые результаты клинико-диагностического анализа постковидной периферической невропатии. Вестник офтальмологии. 2021;137(4):58–64. https://doi.org/10.17116/oftalma202113704158.; Аветисов С.Э., Сурнина З.В., Новиков И.А., Черненкова Н.А., Тюрина А.А Влияние слезной пленки на результаты прямой оценки чувствительности роговицы. Вестник офтальмологии. 2020;136(2):81–85. https://doi.org/10.17116/oftalma202013602181.; Аветисов C.Э., Черненкова Н.А., Сурнина З.В. Анатомо-функциональные особенности и методы исследования нервных волокон роговицы. Вестник офтальмологии. 2018;134(6):102–106. https://doi.org/10.17116/oftalma2018134061102.; Аветисов К.С., Юсеф Н.Ю., Сурнина З.В., Аветисов С.Э., Ндари М. Изменения нервных волокон роговицы после микроинвазивной факохирургии (предварительное сообщение). Вестник офтальмологии. 2020;136(2):6–12. https://doi.org/10.17116/oftalma20201360216.; Pritchard N., Edwards K., Russell A.W., Perkins B.A., Malik R.A., Efron N. Corneal confocal microscopy predicts 4-year incident peripheral neuropathy in type 1 diabetes. Diabetes Care. 2015;38(4):671–675. https://doi.org/10.2337/dc14-2114.

Διαθεσιμότητα: https://www.med-sovet.pro/jour/article/view/7304
https://doi.org/10.21518/2079-701X-2022-16-23-275-283

Human NK cells internalize recombinant major stress protein HSP70 ; NK-клетки человека интернализуют рекомбинантный основной стресс-индуцируемый белок HSP70

Συγγραφείς: M. A. Shevchenko, D. G. Garbuz, A. I. Davletshin, A. A. Boyko, M. B. Evgen'ev, A. M. Sapozhnikov, М. А. Шевченко, Д. Г. Гарбуз, А. И. Давлетшин, А. А. Бойко, М. Б. Евгеньев, А. М. Сапожников

Συνεισφορές: The study was funded by Russian Science Foundation, grant numbers 23-15-00472 and 19-14-00167.

Πηγή: Medical Immunology (Russia); Том 25, № 3 (2023); 447-452 ; Медицинская иммунология; Том 25, № 3 (2023); 447-452 ; 2313-741X ; 1563-0625

Θεματικοί όροι: конфокальная микроскопия, NK cells, internalization, fluorescent labeling, fluorescent imaging, laser confocal microscopy, NK-клетки, интернализация, флуоресцентное мечение, флуоресцентная визуализация

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/2837/1743; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2837/11969; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2837/11970; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2837/11971; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2837/11972; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2837/11975; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2837/11977; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2837/11982; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2837/12311; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2837/12312; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2837/12315; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/downloadSuppFile/2837/12369; Arispe N., Doh M., Simakova O., Kurganov B., de Maio A. Hsc70 and HSP70 interact with phosphatidylserine on the surface of PC12 cells resulting in a decrease of viability. FASEB J., 2004, Vol. 18, no. 14, pp. 1636-1345.; Evgen’ev M., Bobkova N., Krasnov G., Garbuz D., Funikov S., Kudryavtseva A., Kulikov A., Samokhin A., Maltsev A., Nesterova I. The Effect of Human HSP70 Administration on a Mouse Model of Alzheimer’s Disease Strongly Depends on Transgenicity and Age. J. Alzheimers Dis., 2019, Vol. 67, no. 4, pp.1391-1404.; Gurskiy Y.G., Garbuz D.G., Soshnikova N.V., Krasnov A.N., Deikin A., Lazarev V.F., Sverchinskyi D., Margulis B.A., Zatsepina O.G., Karpov V.L., Belzhelarskaya S.N., Feoktistova E., Georgieva S.G., Evgen’ev M.B. The development of modified human HSP70 (HSPA1A) and its production in the milk of transgenic mice. Cell Stress Chaperones, 2016, Vol. 21, no. 6, pp. 1055-1064.; Guzhova I., Kislyakova K., Moskaliova O., Fridlanskaya I., Tytell M., Cheetham M., Margulis B. In vitro studies show that HSP70 can be released by glia and that exogenous HSP70 can enhance neuronal stress tolerance. Brain Res,. 2001, Vol. 914, no. 1-2, pp. 66-73.; Guzhova I.V., Arnholdt A.C., Darieva Z.A., Kinev A.V., Lasunskaia E.B., Nilsson K., Bozhkov V.M., Voronin A.P., Margulis B.A. Effects of exogenous stress protein 70 on the functional properties of human promonocytes through binding to cell surface and internalization. Cell Stress Chaperones, 1998, Vol. 3, no. 1, pp. 67-77.; Hunter-Lavin C., Davies E.L., Bacelar M.M., Marshall M.J., Andrew S.M., Williams J.H. HSP70 release from peripheral blood mononuclear cells. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2004, Vol. 324, no. 2, pp. 511-517.; Johnson J.D., Fleshner M. Releasing signals, secretory pathways, and immune function of endogenous extracellular heat shock protein 72. J. Leukoc. Biol, 2006, Vol. 79, pp. 425-434.; Moseley P.L. Heat shock proteins and the inflammatory response. Ann. N. Y. Acad. Sci., 1998, Vol. 856, pp. 206-213.; Multhoff G. Activation of natural killer cells by heat shock protein 70. Int. J. Hyperthermia, 2002, Vol. 18, no. 6, pp. 576-585.; Njemini R., Bautmans I., Onyema O.O., van Puyvelde K., Demanet C., Mets T. Circulating Heat Shock protein 70 in health, aging and disease. BMC Immunol., 2011, Vol. 12, 24. doi:10.1186/1471-2172-12-24.; Pockley A.G. Heat shock proteins in health and disease: therapeutic targets or therapeutic agents? Exp. Rev. Mol. Med., 2001, Vol. 21, pp. 1-21.; Shevtsov M., Pitkin E., Ischenko A., Stangl S., Khachatryan W., Galibin O., Edmond S., Lobinger D., Multhoff G. Ex vivo HSP70-Activated NK Cells in Combination With PD-1 Inhibition Significantly Increase Overall Survival in Preclinical Models of Glioblastoma and Lung Cancer. Front. Immunol., 2019, Vol. 10, 454. doi:10.3389/fimmu.2019.00454.; Srivastava P. Roles of heat-shock proteins in innate and adaptive immunity. Nat. Rev. Immunol., 2002, Vol. 2, no. 3, pp. 185-194.; Tsan M.F., Gao B. Cytokine function of heat shock proteins. Am. J. Physiol. Cell Physiol., 2004, Vol. 286, no. 4, pp. C739-C744.; Yurinskaya M., Zatsepina O.G., Vinokurov M.G., Bobkova N.V., Garbuz D.G., Morozov A.V., Kulikova D.A., Mitkevich V.A., Makarov A.A., Funikov S.Yu., Evgen’ev M.B. The fate of exogenous human HSP70 introduced into animal cells by different means. Curr. Drug Deliv., 2015, Vol. 12, no. 5, pp. 524-532.; https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/2837

Διαθεσιμότητα: https://www.mimmun.ru/mimmun/article/view/2837
https://doi.org/10.15789/1563-0625-HNC-2837

Ход и структура нервных волокон роговицы у пациентов с первичной открытоугольной глаукомой

Συγγραφείς: Зоя Васильевна Сурнина

Πηγή: National Journal glaucoma; Том 21, № 3 (2022) ; Национальный журнал Глаукома; Том 21, № 3 (2022) ; 2311-6862 ; 2078-4104

Θεματικοί όροι: глаукома, нервные волокна роговицы, конфокальная микроскопия роговицы

Relation: https://www.glaucomajournal.ru/jour/article/downloadSuppFile/377/77; Schuster AK, Erb C, Hoffmann EM, Dietlein T, Pfeiffer N. The Diagnosis and Treatment of Glaucoma. Dtsch Arztebl Int. 2020 Mar 27;117(13):225-234. https://doi:10.3238/arztebl.2020.0225.; Weinreb RN, Aung T, Medeiros FA. The pathophysiology and treatment of glaucoma: a review. JAMA. 2014 May 14;311(18):1901-11. https://doi:10.1001/jama.2014.3192.; Heijl A, Leske MC, Bengtsson B, Hyman L, Bengtsson B, Hussein M; Early Manifest Glaucoma Trial Group. Reduction of intraocular pressure and glaucoma progression: results from the Early Manifest Glaucoma Trial. Arch Ophthalmol. 2002 Oct;120(10):1268-79. doi:10.1001/archopht.120.10.1268.; Курышева Н.И., Трубилина А.В., Маслова Е.В. Оптическая когерентная томография - ангиография и паттерн-электроретинография в ранней диагностике глаукомы. Новости глаукомы. 2017; 1: 66-69.; Волков В.В. Глаукома открытоугольная. Москва: МИА, 2008; 348 с.; Нероев В.В. Работа Российского национального комитета по ликвидации устранимой слепоты в рамках программы ВОЗ ≪Зрение 2020≫. Доклад на Российском общенациональном офтальмологическом форуме. Москва, 2014. [Электронный ресурс] URL: http://www.helmholtzeyeinstitute.ru/ (дата обращения 27.07.2017) (In Russ.).; Нероев В.В., Киселева О.А., Бессмертный А.М. Результаты мультицентровых исследований эпидемиологических особенностей первичной открытоугольной глаукомы в Российской Федерации. Российский офтальмологический журнал 2013; 3:4-7.; Еричев В.П., Петров С.Ю., Козлова И.В., Макарова А.С., Рещикова В.С. Современные методы функциональной диагностики и мониторинга глаукомы. Часть 1. Периметрия как метод функциональных исследований. Национальный журнал глаукома 2015; 14(2):75-81.; Еричев В.П., Петров С.Ю., Макарова А.С., Козлова И.В., Рещикова В.С. Современные методы функциональной диагностики и мониторинга глаукомы. Часть 2. Диагностика структурных повреждений сетчатки и зрительного нерва. Национальный журнал глаукома 2015; 14(3):72-79.; Страхов В.В., Ермакова А.В., Корчагин Н.В., Казанова С.Ю. Асимметрия тонометрических, гемодинамических и биоретинометрических показателей парных глаз в норме и при первичной глаукоме. Глаукома 2008; 4:11-16.; Аветисов С.Э., Бубнова И.А., Антонов А.А. Биомеханические свойства роговицы: клиническое значение, методы исследования, возможности систематизации подходов к изучению. Вестник офтальмологии 2010; 126(6):3-7.; Аветисов С.Э., Сурнина З.В., Новиков И.А., Черненкова Н.А., Тюрина А.А. Влияние слезной пленки на результаты прямой оценки чувствительности роговицы. Вестник офтальмологии. 2020. 136. (2):. 81-85.; https://doi.org/10.17116/oftalma20201360218; Алексеев И.Б., Страхов В.В., Мельникова Н.В., Попова А.А. Изменения фиброзной оболочки глаза у пациентов с впервые выявленной первичной открытоугольной глаукомой. Национальный журнал глаукома 2016; 15(1):13-24.; Erie JC, McLaren JW, Patel SV. Confocal microscopy in ophthalmology. Am J Ophthalmol. 2009; 148(5):639-46. https://doi:10.1016/j.ajo.2009.06.022.; Ranno S., Fogagnolo P., Rossetti L., Orzalesi N., Nucci P. Changes in corneal parameters at confocal microscopy in treated glaucoma patients. Clin Ophthalmol 2011; 5:1037-1042.; Mastropasqua L, Agnifili L, Mastropasqua R, Fasanella V, Nubile M, Toto L, Carpineto P, Ciancaglini M. In vivo laser scanning confocal microscopy of the ocular surface in glaucoma. Microsc Microanal. 2014;20(3):879-94. https://doi:10.1017/S1431927614000324; Страхов В.В., Сурнина З.В., Малахова А.И. и др. Дегенеративные изменения в слое нервных волокон роговицы у пациентов с первичной открытоугольной глаукомой. Национальный журнал глаукома 2017; 16(4): 52-68; Аветисов С.Э., Новиков И.А., Махотин С.С., Сурнина З.В. Новый принцип морфометрического исследования нервных волокон роговицы на основе конфокальной биомикроскопии при сахарном диабете. Вестник офтальмологии. 2015; 4: 5-14 https://doi:10.17116/oftalma201513145-14; Попова А.А., Страхов В.В., Мурашов А.А., Ширина Н.Ю., Сурнина З.В., Малахова А.И., Климова О.Н. Количественная характеристика клеток Лангерганса в слое нервных волокон роговицы при первичной открытоугольной глаукоме. Национальный журнал глаукома. 2019; 18(2):47-59; Петров С.Ю., Фокина Н.Д., Шерстнева Л.В., Вострухин С.В., Сафонова Д.М. Этиология первичной глаукомы: современные теории и исследования. Офтальмологические ведомости. 2015; 8(2):47-56.; Рукина Д.А., Догадова Л.П., Маркелова Е.В., Абдуллин Е.А., Осыовский А.Л., Хохлова А.С. Иммунологические аспекты патогенеза первичной открытоугольной глаукомы. Клиническая офтальмология. 2011; 12(4):162-165.; Аветисов C.Э., Черненкова Н.А., Сурнина З.В. Анатомо-функциональные особенности и методы исследования нервных волокон роговицы. Вестник офтальмологии. 2018; 134(6): 102-106.; https://doi:10.17116/oftalma2018134061102; https://www.glaucomajournal.ru/jour/article/view/377

Διαθεσιμότητα: https://www.glaucomajournal.ru/jour/article/view/377

ВЛИЯНИЕ БЕЛОГО ФОСФОРА НА ПРОТЕОМ И КЛЕТОЧНУЮ МОРФОЛОГИЮ ASPERGILLUSNIGER

Θεματικοί όροι: белый фосфор, протеомный анализ, конфокальная микроскопия, электрофорез, Aspergillusniger, электронная микроскопия

Lamellar Keratoplasty as a Method of Treatment Patients with Neurotrophic Keratopathy II and III Stages Outcome ; Послойная кератопластика в реабилитации пациентов с исходом нейротрофической кератопатии II и III стадии

Συγγραφείς: M. Ezugbaya, I. A. Riks, S. V. Trufanov, S. Yu. Astakhov, S. S. Papanyan, L. K. Anikina, R. Boutaba, V. V. Gryaznova, М. Эзугбая, И. А. Рикс, С. В. Труфанов, С. Ю. Астахов, С. С. Папанян, Л. К. Аникина, Р. Бутаба, В. В. Грязнова

Πηγή: Ophthalmology in Russia; Том 19, № 2 (2022); 343-349 ; Офтальмология; Том 19, № 2 (2022); 343-349 ; 2500-0845 ; 1816-5095 ; 10.18008/1816-5095-2022-2

Θεματικοί όροι: конфокальная микроскопия in vivo, neurotrophic keratopathy, cenegermine, local anesthetics, preservatives, corneal sensitivity, in vivo confocal microscopy, нейротрофическая кератопатия, ценегермин, местные анестетики, консерванты, чувствительность роговицы

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/1856/980; Dua H.S., Said D.S., Messmer E.M., Rolando M., Benitez-del-Castillo J.M., Hossain P.N., Shortt A.J., Gerling G., Nubile M., Figueiredo F.C., Rauz S., Mastropasqua L., Rama P., Baudouin Ch. Neuropathic Keratopathy. Progress in Retinal and Eye Research. 2018. DOI:10.1016/j.preteyeres.2018.04.003; Lugo M., Arentsen J.J. Treatment of neurotrophic ulcers with conjunctival flaps. Am J Ophthalmol. 1987;103:711–712.; Sacchetti M., Lambiase A. Diagnosis and management of neurotrophic keratitis. Clin Ophthalmol. 2014;8:571–579. DOI:10.2147/OPTH.S45921; Gundersen T., Pearlson H.R. Conjunctival flaps for corneal diseases: their usefulness and complications. Trans Am Ophthalmol Soc. 1969;67:78–95.; Agarwal R., Nagpal R., Todi V., Sharma N. Descemetocele. Surv Ophthalmol. 2021;66(1):2–19. DOI:10.1016/j.survophthal.2020.10.004; Труфанов С.В. Послойная кератопластика в лечении рецидивирующего птеригиума. Вестник офтальмологии. 2020;136(5):214–218. [Trufanov S.V. Lamellar keratoplasty in the management of recurrent pterygium. Vestnik Oftalmologii. 2020;136(5):214–218. (In Russ.). ]. DOI:10.17116/oftalma2020136052214; Рикс И.А., Астахов С.Ю., Папанян С.С. Рецидивирующий птеригиум — особенности хирургического лечения. Офтальмологические ведомости. 2020;13(2):101–107. DOI:10.17816/OV34760; Gouvea L., Penatti R., Rocha K.M. Neurotrophic keratitis after penetrating keratoplasty for lattice dystrophy. Am J Ophthalmol Case Rep. 2021;22:101058. DOI:10.1016/j.ajoc.2021.101058; Pflugfelder S.C., Massaro-Giordano M., Perez V.L., Hamrah P., Deng S.X., Espandar L., Foster C.S., Affeldt J., Seedor J.A., Afshari N.A., Chao W., Allegretti M., Mantelli F., Dana R. Topical Recombinant Human Nerve Growth Factor (Cenegermin) for Neurotrophic Keratopathy: A Multicenter Randomized Vehicle-Controlled Pivotal Trial. Ophthalmology. 2020;127(1):14–26. DOI:10.1016/j.ophtha.2019.08.020; Deeks E.D., Lamb Y.N. Cenegermin: A Review in Neurotrophic Keratitis. Drugs. 2020;80(5):489–494. DOI:10.1007/s40265-020-01289-w; Sacchetti M., Bruscolini A., Lambiase A. Cenegermin for the treatment of neurotrophic keratitis. Drugs Today (Barc). 2017;53(11):585–595. DOI:10.1358/dot.2017.53.11.2722395; Эзугбая М.Б., Астахов С.Ю., Рикс И.А., Папанян С.С., Бутаба Р., Михальченко Ю.Г., Якушенко А.Р. Нейротрофическая кератопатия и синдром Валленберга — Захарченко: клинический случай. Офтальмологические ведомости. 2021;14(3):83–90. DOI:10.17816/OV79199; https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/1856

Διαθεσιμότητα: https://www.ophthalmojournal.com/opht/article/view/1856
https://doi.org/10.18008/1816-5095-2022-2-343-349