-
1Academic Journal
Source: Aktualʹnaâ Infektologiâ, Vol 4, Iss 4.13, Pp 85-92 (2016)
ACTUAL INFECTOLOGY; № 4.13 (2016); 85-92
Актуальная инфектология-Aktualʹnaâ Infektologiâ; № 4.13 (2016); 85-92
Актуальна інфектологія-Aktualʹnaâ Infektologiâ; № 4.13 (2016); 85-92Subject Terms: 2. Zero hunger, parasitic diseases, 0102 computer and information sciences, 02 engineering and technology, Infectious and parasitic diseases, RC109-216, 01 natural sciences, trichinosis, opisthorchiasis, 3. Good health, 0202 electrical engineering, electronic engineering, information engineering, трихінельоз, опісторхоз, паразитози, трихинеллез, описторхоз, паразитозы
File Description: application/pdf
-
2Academic Journal
Authors: Ryabenko Y.N., Ryabenko E.B.
Contributors: 1
Source: Russian Journal of Infection and Immunity; Vol 14, No 4 (2024); 816-822 ; Инфекция и иммунитет; Vol 14, No 4 (2024); 816-822 ; 2313-7398 ; 2220-7619
Subject Terms: Opisthorchiasis, Opisthorchis felineus, Opisthorchis viverrini, epidemic situation, morbidity, biohelminthiasis, описторхоз, Оpisthorchis felineus, эпидемическая ситуация, заболеваемость, биогельминтозы
File Description: application/pdf
Relation: https://iimmun.ru/iimm/article/view/8055/1795; https://iimmun.ru/iimm/article/view/8055/2111; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/61917; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/61918; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/61919; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/61920; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/61921; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/61922; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/61923; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/61924; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/61925; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/61926; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/132216; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/138288; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8055/138289; https://iimmun.ru/iimm/article/view/8055
-
3Academic Journal
Authors: Сафьянова, Татьяна Викторовна, Лукьяненко, Наталья Валентиновна, Сафронова, Арина Евгеньевна, Рехтина, Екатерина Александровна, Черкашина, Елена Николаевна, Калинина, Ульяна Васильевна
Source: Bulletin of Medical Science; Vol. 33 No. 1 (2024): Bulletin of Medical Science; 81-88 ; Бюллетень медицинской науки; Том 33 № 1 (2024): Бюллетень медицинской науки; 81-88 ; 2541-8475
Subject Terms: описторхоз, эпидемиология, динамика заболеваемости, профилактика описторхоза, ретроспективный анализ, картографирование, opisthorchiasis, epidemiology, morbidity dynamics, prevention of opisthorchiasis, retrospective analysis, mapping
File Description: application/pdf
Relation: https://newbmn.asmu.ru/bmn/article/view/667/552; https://newbmn.asmu.ru/bmn/article/view/667
-
4Academic Journal
Authors: Ekaterina A. Perina, Marieke Heijink, Aswin Verhoeven, Maria Yazdanbakhsh, Oleg A. Mayboroda, Vladimir V. Ivanov, Daria Kokova
Source: ACS Infect Dis
ACS infectious diseases. 2021. Vol. 7, № 4. P. 906-916Subject Terms: 0301 basic medicine, 0303 health sciences, Opisthorchis, Lipid Metabolism, Opisthorchiasis, 3. Good health, описторхоз, 03 medical and health sciences, метаболомика, Animals, Homeostasis, Metabolomics, хронические инфекции, ЯМР-спектроскопия, метаболическое ремоделирование
File Description: application/pdf
Linked Full TextAccess URL: https://pubs.acs.org/doi/pdf/10.1021/acsinfecdis.1c00026
https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/33764039
https://europepmc.org/article/PMC/PMC8154418
https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/33764039/
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC8154418
https://pubs.acs.org/doi/pdf/10.1021/acsinfecdis.1c00026
https://www.narcis.nl/publication/RecordID/oai%3Ascholarlypublications.universiteitleiden.nl%3Aitem_3214665
https://pubs.acs.org/doi/10.1021/acsinfecdis.1c00026
https://hdl.handle.net/1887/3214665
https://vital.lib.tsu.ru/vital/access/manager/Repository/koha:000901389 -
5Academic Journal
Source: Вопросы ихтиологии. 2021. Т. 61, № 6. С. 730-735
Subject Terms: описторхоз, сибирский елец, экстенсивность инвазии, интенсивность инвазии, речные водотоки, кошачья двуустка, бассейн Средней Оби, размерно-возрастной состав, половой состав рыб
File Description: application/pdf
-
6Academic Journal
Subject Terms: аскаридоз, liquid stool, Харабалинский район, protozooses, жидкий стул, diphyllobothriosis, 3. Good health, ascaridosis, pain in epigastric region, боль в эпигастральной области, opisthorchiasis, описторхоз, гельминтозы, bitterness in the mouth, дифиллоботриоз, Kharabalinsky district, энтеробиоз, горечь во рту, протозоозы, enterobiasis, helminthic diseases
-
7Report
-
8Academic Journal
Authors: O. T. Rusinek, S. P. Veprikov, О. Т. Русинек, С. П. Веприков
Contributors: The study was conducted within the Theme of the Baikal Museum of the Siberian Branch of the Russian Academy of Sciences “Ecological diagnostics of changes in some elements of biogeocenoses in Eastern Siberia” (No. 121032900077-4). The authors express their gratitude to T. Ya. Sitnikova, Doctor of Biological Sciences of the Limnological Institute of the SB RAS, and Yu. L. Kondratistov, Parasitologist of the Irkutsk Interregional Veterinary Laboratory, for valuable comments in the manuscript preparation, Работа выполнена в рамках темы Байкальского музея СО РАН «Экологическая диагностика изменений некоторых элементов биогеоценозов территории Восточной Сибири» (№ 121032900077-4). Авторы выражают свою благодарность доктору биологических наук Лимнологического института СО РАН Т. Я. Ситниковой и врачу-паразитологу Иркутской межобластной ветеринарной лаборатории Ю. Л. Кондратистову за ценные замечания в процессе подготовки рукописи.
Source: Russian Journal of Parasitology; Том 17, № 4 (2023); 488-500 ; Российский паразитологический журнал; Том 17, № 4 (2023); 488-500 ; 2541-7843 ; 1998-8435 ; 10.31016/1998-8435-2023-17-4
Subject Terms: картирование, opisthorchosis, Irkutsk focus, mollusks, cyprinids, mapping, описторхоз, Иркутский очаг, моллюски, карповые рыбы
File Description: application/pdf
Relation: https://vniigis.elpub.ru/jour/article/view/1093/787; Беэр С. А. Биология возбудителя описторхоза. М: Товарищество научных изданий КМК, 2005. 336 с.; Бонина О. М., Сербина Е. А. Выявление локальных очагов описторхидозов в пойме реки Обь и в Новосибирском водохранилище. Сообщение 1. Зараженность карповых рыб метацеркариями описторхид // Российский паразитологический журнал. 2011. № 2. С. 24–30.; Бонина О. М., Сербина Е. А. Пространственное распределение локальных очагов описторхидозов в акватории Новосибирского водохранилища // «Паразитология в изменяющемся мире»: материалы V Съезда Паразитологического общества при РАН. Новосибирск, 2013. С. 30.; Бочарова Т. А., Макарова Т. С., Герасимова О. И. Паразитофауна некоторых видов рыб водоемов бассейна средней Оби // «Паразитология в изменяющемся мире»: материалы V Съезда Паразитологического общества при РАН. Новосибирск, 2013. С. 31.; Веприков С. П., Русинек О. Т. Многолетняя динамика зараженности карповых рыб личинками Opisthorchis felineus (Trematoda) в Иркутском очаге описторхоза в бассейне реки Бирюсы // «Современные проблемы охотоведения»: материалы международной научно-практической конференции. Молодежный: Изд-во Иркутского государственного аграрного ун-та, 2021. С. 317–321.; Веприков С. П. Анализ возрастной динамики зараженности карповых рыб Opisthorchis felineus в Иркутском очаге описторхоза // Вестник Иркутской государственной сельскохозяйственной академии. 2023. 1 (114): 67-76. https://doi.org/10.51215/1999-3765-2023-114-67-76; Глазков Г. А. К методике выделения метацеркариев сибирской двуустки из мышечной ткани пораженной рыбы // Проблема описторхоза в Западной Сибири. Л., 1977. С. 53–54.; Глазков Г. А. Выделение метацеркариев некоторых трематод из пораженной ткани рыб методом переваривания в искусственном желудочном соке // Болезни и паразиты рыб Ледовитоморской провинции (в пределах СССР). Томск, 1979. С. 72–82.; Клебановский В. А., Журина Т. А., Житницкая Э. А., Секулович А. Ф., Усольцева З. Н., Афраков В. Ф., Афракова Т. В., Колокольцев М. М., Старикова Н. А. Новые данные об ареале описторхоза в Центральной Сибири // Медицинская паразитология и паразитарные болезни. 1984. № 3. С. 7–11.; Колокольцев М. М. Распространение и экология моллюсков Bithynia inflata промежуточного хозяина Opistorchis felineus в водоемах бассейна реки Бирюсы // Медицинская паразитология и паразитарные болезни. 1988. № 3. С. 58–60.; Колокольцев М. М., Казакова А. А., Житницкая Э. А. Описторхоз в Тайшетском районе Иркутской области // Гигиена и здоровье человека. Иркутск, 1982. С. 48–49.; Колокольцев М. М., Афраков В. Ф., Колокольцева И. А. Описторхоз у домашних кошек Тайшетского района Иркутской области // Медицинская паразитология и паразитарные болезни. 1984. № 3. С. 82.; Методы санитарно-паразитологической экспертизы рыбы, моллюсков, ракообразных, земноводных, пресмыкающихся и продуктов их переработки (МУК 3.2.988–00). М.: Минздрав России, 2001. 69 с.; Романов К. В., Балышева В. И., Катохин А. В., Мордвинов В. А. Молекулярная филогения видов моллюсков семейства Bithyniidae на основе митохондриальных и ядерных последовательностей // «Фундаментальные и прикладные аспекты современной биологии»: труды Томского государственного университета. Серия биологическая. 2010. Т. 275. С. 391–395.; Русинек О. Т., Кондратистов Ю. Л. Изучение зараженности карповых рыб метацеркариями трематод в очаге описторхоза (Тайшетский район, Иркутская область, Россия) // Известия Иркутского государственного университета. Серия "Науки о Земле". 2010. Т. 3, № 1. С. 132–142.; Русинек О. Т., Кондратистов Ю. Л., Иванова А. И. Состояние Иркутского очага описторхоза (р. Бирюса, Тайшетский район, Иркутская область, Россия) // Журнал Павлодарского государственного педагогического института. Биологические науки Казахстана. 2010. № 3. С. 96–104.; Русинек О. Т., Кондратистов Ю. Л., Рудов Р. В. Физиолого-биохимические основы дифференциальной диагностики метацеркарий Opisthorchis felineus и Rhipidocotyle campanula // Российский паразитологический журнал. 2012. № 1. С. 85–95.; Русинек О. Т., Ситникова Т. Я., Кондратистов Ю. Л. Новые данные об иркутском очаге описторхоза и о необходимости его изучения // Медицинская паразитология и паразитарные болезни. 2012. № 2. С. 15–18.; Русинек О. Т., Ситникова Т. Я. Состояние Иркутского очага описторхоза и вопросы его дальнейшего изучения // Известия Иркутского гос. ун-та. 2012. № 3. С. 125–134.; Русинек О. Т., Кондратистов Ю. Л. Дифференциальная диагностика метацеркарий Opisthorchis felineus от мышечных метацеркарий рыб не патогенных для человека при определении паразитологических показателей безопасности рыбы // Вестник ИрГСХА. 2013. Вып. 57, Ч. 2. С. 45–51.; Русинек О. Т. Иркутский очаг описторхоза: состояние и вопросы его дальнейшего изучения // «Перспективы развития биомедицинских технологий в Байкальском регионе»: международная научная конференция. Иркутск, 2019. С. 84-85.; СанПиН 3.3686-21. Санитарные правила и нормы «Санитарно-эпидемиологические требования по профилактике инфекционных болезней». М., 2021. 1092 с.; Сербина Е. А., Бонина О. М. Выявление локальных очагов описторхидозов в пойме реки Обь и в Новосибирском водохранилище, Сообщение 2. Численность переднежаберных моллюсков и их зараженность партенитами трематод // Российский паразитологический журнал. 2011. № 4. С. 55–59.; Сидоров Е. Г. Типизация очагов описторхоза и влияние их структуры на зараженность рыб метацеркариями // «Биологические основы рыбного хозяйства республик Средней Азии и Казахстана»: тезисы докладов научной конференции. Балхаш, 1967. С. 244–246.; Сидоров Е. Г. Природная очаговость описторхоза. Алма-Ата: Наука, 1983. 240 с.; Старобогатов Я. И., Прозорова Л. А., Богатов В. В., Саенко Е. М. Моллюски. Определитель пресноводных беспозвоночных России и сопредельных территорий. Т. 6. Моллюски, Полихеты, Немертины. СПб.: Наука, 2004. С. 25–492.; Цуканов В., Горчилова Е., Васютин А., Тонких Ю., Ржавчева О. Современные принципы ведения больных с описторхозом // Врач. 2019; (12): 25–28. https://doi.org/10.29296/25877305-2019-12-07; Brusentsov I. I., Katokhin A. V., Brusentsova I. V., Shekhovtsov S. V., Borovikov S. N., Goncharenko G. G., Lider L. A., Romashov B. V., Rusinek O. T., Shobitov S. K., Suleymanov M. M., Yevtushenki A. V., Mordvinov V. A. Low genetic diversity in wide-spread Eurasia liver fluke Opisthorchis felineus suggests special demographic history of this Trematode species. PLoS ONE 8 (4): e62453. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0062453; Bychkov V., Kalyonova L. F., Khadieva E. D., Lazarev S., Lukmanov I. R., Shidin V. A., Morozov E. Dynamics of the O. felineus Infestation Intensity and Egg Production in Carcinogenesis and Partial Hepatectomy in the Setting of Superinvasive Opisthorchiasis. Analytical Cellular Pathology, vol. 2019, Article ID 8079368, 5 pages, 2019. https://doi.org/10.1155/2019/8079368; Gloeur P., Falnoiwski A., Szarowska M., 2005. Bithynia leachii (Sheppard 1823) and B. troschelii (Paasch 1842), two distinct species? Heldia, Bd. 6, 49–56.; Lazutkina E., Andreev N., Andreeva S., Gloer P., Vinarski M. On the taxonomic state of Bithynia trosheli var. sibirica Westerlund, 1886, a Siberian endemic bithyniid snail (Gastropoda: Bithyniidae). Mollusca. 2009; 27 (2): 113-122.; Pakharukova M. Y., Mordvinov V. A. The liver fluke Opisthorchis felineus biology, epedimeology, and carcinogenic potencial. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 2019; 110. 28–36. https://doi.org/10.1016/j.ijpara.2019.07.002; Rusinek O. T. Life cycle and parasitic system of Opisthorchis felineus in Irkutsk opisthorchiasis focus. IOP Conference Series: Earth and Environmental Science. 395 (2019). https://doi.org/10.1088/1755-1315/395/1/012057; Rusinek O. T. Public Health Challenges in Complex Systems: Focusing on Case of Irkutsk Opisthorchiasis. Study in systems, Decision and Control. 2021; 283. 187–197. https://doi.org/10.1007/978-3-030-58823-6_21; Saijuntha W., Sithithaworn P., Kiatsopit N. et al. Liver Flukes: Clonorchis and Opisthorchis. Adv. Exp. Med. Biol. 2019; 1154: 139–180. https://doi.org/10.1007/978-3-030-18616-6_6; Saijuntha W., Sithithaworn P., Petney T. N., Andrews R. H. Foodborne zoonotic parasites of family Opisthorchidae. Research in Veterinary Science. 2021; 135. 404–411. https://doi.org/10.1016/j.rvsc.2020.10.024; Simakova A. V., Chitnis N., Babkina I. B., Fedorova O. S., Fedotova M. M., Babkin A. M., Khodkevich N. E. Abandance of Opisthorchis felineus Metacercariae in cyprinids fish in the middle Ob River basin (Tomsk region, Russia). Food and Waterborne Parasitology. 2021, 22. 1–12. https://doi.org/10.1016/j.fawpar.2021.e0013; https://vniigis.elpub.ru/jour/article/view/1093
-
9Academic Journal
Authors: Kurlaeva L.V., Stepanova T.F., Stepanova K.B., Kosyreva A.N., Bakshtanovskaya I.V., Kalgina G.A., Grigorieva S.A.
Contributors: 1
Source: Russian Journal of Infection and Immunity; Vol 13, No 5 (2023); 923-930 ; Инфекция и иммунитет; Vol 13, No 5 (2023); 923-930 ; 2313-7398 ; 2220-7619
Subject Terms: immune response, nonspecific resistance, adaptive immunity, chronic opisthorchiasis, genetic polymorphisms, osteoporosis, иммунный ответ, неспецифическая резистентность, адаптивный иммунитет, хронический описторхоз, генетические полиморфизмы, остеопороз
File Description: application/pdf
Relation: https://iimmun.ru/iimm/article/view/8486/1819; https://iimmun.ru/iimm/article/view/8486/1840; https://iimmun.ru/iimm/article/view/8486/1870; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8486/65060; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8486/65061; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8486/65062; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8486/65063; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8486/65064; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8486/65065; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8486/65066; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8486/66694; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8486/66695; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8486/132211; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8486/132689; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/8486/135947; https://iimmun.ru/iimm/article/view/8486
-
10Academic Journal
Authors: E. A. Perina, E. S. Khmelevskaya, O. S. Fedorova, V. V. Ivanov, Е. А. Перина, Е. С. Хмелевская, О. С. Федорова, В. В. Иванов
Contributors: The study was supported by the RFBR grant within the research project No. 19-515-70004 “Tools to diagnose carcinogenic liver fluke infection”, Исследование выполнено при финансовой поддержке РФФИ в рамках научного проекта «Идентификация новых диагностических маркеров для разработки технологий популяционного скрининга трематодозов» № 19-515-70004.
Source: Bulletin of Siberian Medicine; Том 22, № 1 (2023); 132-142 ; Бюллетень сибирской медицины; Том 22, № 1 (2023); 132-142 ; 1819-3684 ; 1682-0363 ; 10.20538/1682-0363-2023-22-1
Subject Terms: ультразвуковое исследование (УЗИ), opisthorchiasis, clonorchiasis, duodenal probe, microscopic helminth detection, immunoassay, molecular diagnosis, molecular genetic diagnosis, endoscopic examination, computed tomography (CT), magnetic resonance imaging (MRI), ultrasound examination (US), описторхоз, клонорхоз, дуоденальное зондирование, гельминтоовоскопия, иммуноферментный анализ, молекулярно-генетическая диагностика, эндоскопическое исследование, компьютерная томография (КТ), магнитно-резонансная томография (МРТ)
File Description: application/pdf
Relation: https://bulletin.ssmu.ru/jour/article/view/5144/3358; Mas-Coma S., Valero M.A., Bargues M.D. Fascioliasis. Adv. Exp. Med. Biol. 2019;1154:71–103. DOI:10.1007/978-3-03018616-6_4.; Da Silva V.B.R., Campos B.R.K.L., de Oliveira J.F., Decout J.L., do Carmo Alves de Lima M. Medicinal chemistry of antischistosomal drugs: Praziquantel and oxamniquine. Bioorg. Med. Chem. 2017;25(13):3259–3277. DOI:10.1016/j.bmc.2017.04.031.; Khalil R.G., Ibrahim A.M., Bakery H.H. A novel immunomodulatory, antifibrotic, and schistosomicidal agent to ameliorate liver damage in murine Schistosomiasis mansoni. Int. Immunopharmacol. 2022;113(PtA):109415. DOI:10.1016/j.intimp.2022.109415.; Huang X., Kou J., Deng X., Li D., Zhang B, Cheng P. et al. Review of the control of clonorchiasis in Shandong Province, China from 1962 to 2015. Int. J. Infect. Dis. 2020;96:199–204. DOI:10.1016/j.ijid.2020.04.052.; Yurlova N.I., Yadrenkina E.N., Rastyazhenko N.M., Serbina E.А., Glupov V.V. Opisthorchiasis in Western Siberia: Epidemiology and distribution in human, fish, snail, and animal populations. Parasitol. Int. 2017;66(4):355–364. DOI:10.1016/j.parint.2016.11.017.; www.who.int [Internet]. Foodborne parasitic infections: Clonorchiasis and opisthorchiasis. URL: https://www.who.int/publications/i/item/WHO-UCN-NTD-VVE-2021.2; Phupiewkham W., Rodpai R., Inthavongsack S., Laymanivong S., Thanchomnang T., Sadaow L. et al. High prevalence of opisthorchiasis in rural populations from Khammouane Province, central Lao PDR: serological screening using total IgGand IgG4-based ELISA. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 2021;115(12):1403–1409. DOI:10.1093/trstmh/trab066.; www.who.int [Internet]. Foodborne trematode infections; [cited 2022 Dec 23].URL: https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/foodborne-trematode-infections; Позднякова Л.Л., Краснова Е.И., Кузнецова В.Г., Малов И.В. Описторхоз у. взрослых: клинические рекомендации. М.: Некоммерческое партнерство «Национальное научное общество инфекционистов», 2014:53.; Siqueira L.M.V., Senra C., de Oliveira Á.A., Carneiro N.F.F., Gomes L.I., Rabello A. et al. A real-time PCR assay for the diagnosis of intestinal schistosomiasis and cure assessment after the treatment of individuals with low parasite burden. Front. Immunol. 2021;11:620417. DOI:10.3389/fimmu.2020.620417.; Bärenbold O., Raso G., Coulibaly J.T., N’Goran E.K., Utzinger J., Vounatsou P. Estimating sensitivity of the Kato-Katz technique for the diagnosis of Schistosoma mansoni and hookworm in relation to infection intensity. PLoS Negl. Trop. Dis. 2017;11(10):e0005953. DOI:10.1371/journal.pntd.0005953.; Rahman M.O., Sassa M., Parvin N., Islam M.R., Yajima A., Ota E. Diagnostic test accuracy for detecting Schistosoma japonicum and S. mekongi in humans: A systematic review and meta-analysis. PLoS Negl. Trop. Dis. 2021;15(3):e0009244. DOI:10.1371/journal.pntd.0009244.; Frickmann H., Lunardon L.M., Hahn A., Loderstädt U., Lindner A.K., Becker S.L. et al. Evaluation of a duplex real-time PCR in human serum for simultaneous detection and differentiation of Schistosoma mansoni and Schistosoma haematobium infections – cross-sectional study. Travel. Med. Infect. Dis. 2021;41:102035. DOI:10.1016/j.tmaid.2021.102035.; Saadh M.J., Tanash S.A., Almaaytah A.M., Sa’adeh I.J., Aldalaen S.M., Al-Hamaideh K.D. Immunodiagnosis of cattle fascioliasis using a 27 kDa Fasciola gigantica antigen. Vet. World. 2021;14(8):2097–2101. DOI:10.14202/vetworld.2021.2097-2101.; Gillardie M.L., Babba O., Mahinc C., Duthel M., de Bengy C., Morineaud C. et al. Molecular approach to the epidemiology of urinary schistosomiasis in France. PLoS Negl. Trop. Dis. 2021;15(7):e0009515. DOI:10.1371/journal.pntd.0009515.; Frickmann H., Loderstädt U., Nickel B., Poppert S., Odermatt P., Sayasone S. et al. Low sensitivity of real time PCRs targeting retrotransposon sequences for the detection of Schistosoma japonicum complex DNA in human serum. Pathogens. 2021;10(8):1067. DOI:10.3390/pathogens10081067.; Amiri S., Shemshadi B., Fallahi S., Shirali S. Detection of Fasciola hepatica in lori sheep using polymerase Chain reaction and conventional diagnostic methods in Western Iran. Arch. Razi. Inst. 2021;76(2):223–229. DOI:10.22092/ari.2020.128417.1413.; Amiri S., Shemshadi B., Shirali S., Kheirandish F., Fallahi S. Accurate and rapid detection of Fasciola hepatica copro-DNA in sheep using loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technique. Vet. Med. Sci. 2021;7(4):1316–1324. DOI:10.1002/vms3.455.; Coulibaly J.T., Ouattara M., D’Ambrosio M.V., Fletcher D.A., Keiser J., Utzinger J. et al. Accuracy of mobile phone and handheldl Light microscopy for the diagnosis of Schistosomiasis and intestinal Protozoa infections in Côte d’Ivoire. PLoS Negl. Trop. Dis. 2016;10(6):e0004768. DOI:10.1371/journal.pntd.0004768.; Ephraim R.K., Duah E., Cybulski J.S., Prakash M., D’Ambrosio M.V., Fletcher D.A. et al. Diagnosis of Schistosoma haematobium infection with a mobile phone-mounted Foldscope and a reversed-lens CellScope in Ghana. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2015;92(6):1253–1256. DOI:10.4269/ajtmh.14-0741.; Mones A., Sherif M.M., Abdel Halim R.M. Superiority of rectal snip over serology in detection of schistosomiasis eradication: A pilot study. Arab. J. Gastroenterol. 2021;22(1):52–55. DOI:10.1016/j.ajg.2020.11.001.; Pearson M.S., Tedla B.A., Mekonnen G.G., Proietti C., Becker L., Nakajima R. et al. Immunomics-guided discovery of serum and urine antibodies for diagnosing urogenital schistosomiasis: a biomarker identification study. Lancet Microbe. 2021;2(11):e617–e626. DOI:10.1016/S26665247(21)00150-6.; Cai P., Mu Y., Weerakoon K.G., Olveda R.M., Ross A.G., McManus D.P. Performance of the point-of-care circulating cathodic antigen test in the diagnosis of Schistosomiasis japonica in a human cohort from Northern Samar, the Philippines. Infect. Dis. Poverty. 2021;10(1):121. DOI:10.1186/ s40249-021-00905-5.; Zhang Y., Zhao J., Wang X., Xu X., Pan W. Evaluation of six novel antigens as potential biomarkers for the early immunodiagnosis of schistosomiasis. Parasit. Vectors. 2015;8:447. DOI:10.1186/s13071-015-1048-2.; Macalanda A.M.C., Angeles J.M.M., Moendeg K.J., Dang-Trinh M.A., Higuchi L., Kirinoki M. et al. Schistosoma japonicum cathepsin B as potential diagnostic antigen for Asian zoonotic schistosomiasis. Parasitol Res. 2019;118(9):2601–2608. DOI:10.1007/s00436-019-06410-x.; Chen Y., Giri B.R., Li X., He X., Jing Z., Cheng G. Preliminary evaluation of the diagnostic potential of Schistosoma japonicum extracellular vesicle proteins for Schistosomiasis japonica. Acta. Trop. 2020;201:105184. DOI:10.1016/j.actatropica.2019.105184.; Chimponda T.N., Mushayi C., Osakunor D.N.M., Vengesai A., Enwono E., Amanfo S. et al. Elevation of C-reactive protein, P-selectin and Resistin as potential inflammatory biomarkers of urogenital Schistosomiasis exposure in preschool children. BMC Infect. Dis. 2019;19(1):1071. DOI:10.1186/s12879019-4690-z.; Ferrer E., Villegas B., Mughini-Gras L., Hernández D., Jiménez V., Catalano E. et al. Diagnostic performance of parasitological, immunological and molecular tests for the diagnosis of Schistosoma mansoni infection in a community of low transmission in Venezuela. Acta. Trop. 2020;204:105360. DOI:10.1016/j.actatropica.2020.105360.; Ji R., Shen Y., Shi B., Li H., Tang W., Xia C. et al. An ELISA based on soluble egg antigens for the serodiagnosis of animal schistosomiasis turkestanica. PLoS One. 2020;15(1):e0228184. DOI:10.1371/journal.pone.0228184.; Silva-Moraes V., Shollenberger L.M., Castro-Borges W., Rabello A.L.T., Harn D.A., Medeiros L.C.S. et al. Serological proteomic screening and evaluation of a recombinant egg antigen for the diagnosis of low-intensity Schistosoma mansoni infections in endemic area in Brazil. PLoS Negl. Trop. Dis. 2019;13(3):e0006974. DOI:10.1371/journal.pntd.0006974.; Rodpai R., Sadaow L., Boonroumkaew P., Phupiewkham W., Thanchomnang T., Limpanont Y. et al. Comparison of point-of-care test and enzyme-linked immunosorbent assay for detection of immunoglobulin G antibodies in the diagnosis of human Schistosomiasis japonica. Int. J. Infect. Dis. 2021;107:47–52. DOI:10.1016/j.ijid.2021.04.039.; Song H.B., Kim J., Jin Y., Lee J.S., Jeoung H.G., Lee Y.H. et al. Comparison of ELISA and urine microscopy for diagnosis of Schistosoma haematobium infection. J. Korean. Med. Sci. 2018;33(33):e238. DOI:10.3346/jkms.2018.33.e238.; Angeles J.M.M., Goto Y., Kirinoki M., Leonardo L.R., Moendeg K.J., Ybañez A.P. et al. Detection of canine Schistosoma japonicum infection using recombinant thioredoxin peroxidase-1 and tandem repeat proteins. J. Vet. Med. Sci. 2019;81(10):1413–1418. DOI:10.1292/jvms.19-0126.; Clements M.N., Corstjens P.L.A.M., Binder S., Campbell C.H. Jr., de Dood C.J. et al. Latent class analysis to evaluate performance of point-of-care CCA for low-intensity Schistosoma mansoni infections in Burundi. Parasit. Vectors. 2018;11(1):111. DOI:10.1186/s13071-018-2700-4.; Cai P., Weerakoon K.G, Mu Y., Olveda R.M., Ross A.G., Olveda D.U., McManus D.P. Comparison of Kato Katz, antibody-based ELISA and droplet digital PCR diagnosis of Schistosoma japonicum: Lessons learnt from a setting of low infection intensity. PLoS Negl. Trop. Dis. 2019;13(3):e0007228. DOI:10.1371/journal.pntd.0007228.; Cai P., Weerakoon K.G., Mu Y., Olveda D.U., Piao X., Liu S. et al. A parallel comparison of antigen candidates for development of an optimized serological diagnosis of Schistosoma japonicum in the Philippines. EBioMedicine. 2017;24:237–246. DOI:10.1016/j.ebiom.2017.09.011.; Liu S., Zhou X., Piao X., Hou N., Shen Y., Zou Y. et al. Saposin-like proteins, a multigene family of Schistosoma species, are biomarkers for the immunodiagnosis of Schistosoma japonicum. J. Infect. Dis. 2016;214(8):1225–1234. DOI:10.1093/infdis/jiw188.; Chimponda T.N., Mduluza T. Inflammation during Schistosoma haematobium infection and anti-allergy in pre-school-aged children living in a rural endemic area in Zimbabwe. Trop. Med. Int. Health. 2020;25(5):618–623. DOI:10.1111/tmi.13376.; Kardoush M.I., Ward B.J., Ndao M. Serum carbonic anhydrase 1 is a biomarker for diagnosis of human Schistosoma mansoni infection. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2017;96(4):842– 849. DOI:10.4269/ajtmh.16-0021.; Viana A.G., Gazzinelli-Guimarães P.H., Castro V.N., Santos Y.L.O.D., Ruas A.C.L., Bezerra F.S.M. et al. Discrepancy between batches and impact on the sensitivity of point-of-care circulating cathodic antigen tests for Schistosoma mansoni infection. Acta. Trop. 2019;197:105049. DOI:10.1016/j.actatropica.2019.105049.; Fuss A., Mazigo H.D., Tappe D., Kasang C., Mueller A. Comparison of sensitivity and specificity of three diagnostic tests to detect Schistosoma mansoni infections in school children in Mwanza region, Tanzania. PLoS One. 2018;13(8):e0202499. DOI:10.1371/journal.pone.0202499.; Ferreira F.T., Fidelis T.A., Pereira T.A., Otoni A., Queiroz L.C., Amâncio F.F. et al. Sensitivity and specificity of the circulating cathodic antigen rapid urine test in the diagnosis of Schistosomiasis mansoni infection and evaluation of morbidity in a lowendemic area in Brazil. Rev. Soc. Bras. Med. Trop. 2017;50(3):358–364. DOI:10.1590/0037-8682-0423-2016.; Armoo S., Cunningham L.J., Campbell S.J., Aboagye F.T., Boampong F.K., Hamidu B.A. et al. Detecting Schistosoma mansoni infections among pre-school-aged children in southern Ghana: a diagnostic comparison of urine-CCA, real-time PCR and Kato-Katz assays. BMC Infect. Dis. 2020;20(1):301. DOI:10.1186/s12879-020-05034-2.; Bezerra D.F., Pinheiro M.C.C., Barbosa L., Viana A.G., Fujiwara R.T., Bezerra F.S.M. Diagnostic comparison of stool exam and point-of-care circulating cathodic antigen (POC-CCA) test for Schistosomiasis mansoni diagnosis in a high endemicity area in northeastern Brazil. Parasitology. 2021;148(4):420–426. DOI:10.1017/S0031182020002164.; López Corrales J., Cwiklinski K., De Marco Verissimo C., Dorey A., Lalor R., Jewhurst H. et al. Diagnosis of sheep fasciolosis caused by Fasciola hepatica using cathepsin L enzyme-linked immunosorbent assays (ELISA). Vet. Parasitol. 2021;298:109517. DOI:10.1016/j.vetpar.2021.109517.; Carnevale S., Malandrini J.B., Pantano M.L., Sawicki M., Kamenetzky L., Soria C.C. et al. Use of the PCR in a combined methodological approach for the study of human fascioliasis in an endemic area. Acta. Parasitol. 2021;66(2):455– 460. DOI:10.1007/s11686-020-00302-2.; Saad M.F., Attia M.M. Milk as a new diagnostic tool for rapid detection of fascioliasis in dairy goats using excretory/secretory antigen. Acta. Parasitol. 2021;66(2):336–345. DOI:10.1007/s11686-020-00286-z.; Aghamolaei S., Kazemi B., Bandehpour M., Ranjbar M.M., Rouhani S., Javadi Mamaghani A. et al. Design and expression of polytopic construct of cathepsin-L1, SAP-2 and FhTP16.5 proteins of Fasciola hepatica. J. Helminthol. 2020;94:e134. DOI:10.1017/S0022149X20000140.; Mokhtarian K., Akhlaghi L., Mohammadi M., Meamar A.R., Razmjou E., Khoshmirsafa M. et al. Evaluation of anti-cathepsin L1: a more reliable method for serodiagnosis of human fasciolosis. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 2016;110(9):542–550. DOI:10.1093/trstmh/trw063.; Meshgi B., Jalousian F., Fathi S., Jahani Z. Design and synthesis of a new peptide derived from Fasciola gigantica cathepsin L1 with potential application in serodiagnosis of fascioliasis. Exp. Parasitol. 2018;189:76–86. DOI:10.1016/j.exppara.2018.04.013.; Sugiyama T., Ichikawa-Seki M., Sato H., Kounosu A., Tanaka M., Maruyama H. Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) using recombinant Fasciola cathepsin L1 for the diagnosis of human fasciolosis caused by Fasciola hepatica/gigantica hybrid type. Parasitol. Int. 2021;82:102311. DOI:10.1016/j.parint.2021.102311.; Xifeng W., Mengfan Q., Kai Z., Guowu Z., Jing L., Lixia W. et al. Development and evaluation of a colloidal gold immunochromatographic assay based on recombinant protein CatL1D for serodiagnosis of sheep fasciolosis. J. Helminthol. 2019;94:e98. DOI:10.1017/S0022149X19000919.; Mokhtarian K., Akhlaghi L., Meamar A.R., Razmjou E., Manouchehri Naeini K., Gholami S. et al. Serodiagnosis of fasciolosis by fast protein liquid chromatography-fractionated excretory/secretory antigens. Parasitol. Res. 2016;115(8):2957–29665. DOI:10.1007/s00436-016-5049-7.; Kueakhai P., Chaithirayanon K., Chaiwichien A., Samrit T., Osotprasit S., Suksomboon P. et al. Monoclonal antibody against Fasciola gigantica glutathione peroxidase and their immunodiagnosis potential for fasciolosis. Vet. Parasitol. 2019;276:108979. DOI:10.1016/j.vetpar.2019.108979.; Aguayo V., Valdes B., Espino A.M. Assessment of Fasciola hepatica glutathione S-transferase as an antigen for serodiagnosis of human chronic fascioliasis. Acta. Trop. 2018;186:41– 49. DOI:10.1016/j.actatropica.2018.07.002.; Kwon S.B., Kim P., Woo H.S., Kim T.Y., Kim J.Y., Lee H.M. et al. Recombinant adenylate kinase 3 from liver fluke Clonorchis sinensis for histochemical analysis and serodiagnosis of clonorchiasis. Parasitology. 2018;145(12):1531–1539. DOI:10.1017/S0031182018000434.; Teimoori S., Arimatsu Y., Laha T., Kaewkes S., Sereerak P., Tangkawattana S. et al. Immunodiagnosis of opisthorchiasis using parasite cathepsin F. Parasitol. Res. 2015;114(12):4571– 4578. DOI:10.1007/s00436-015-4703-9.; Teimoori S., Arimatsu Y., Laha T., Kaewkes S., Sereerak P., Sripa M. et al. Chicken IgY-based coproantigen capture ELISA for diagnosis of human opisthorchiasis. Parasitol. Int. 2017;66(4):443–447. DOI:10.1016/j.parint.2015.10.011.; Worasith C., Kamamia C., Yakovleva A., Duenngai K., Wangboon C., Sithithaworn J. et al. Advances in the diagnosis of human opisthorchiasis: Development of Opisthorchis viverrini antigen detection in urine. PLoS Negl. Trop. Dis. 2015;9(10):e0004157. DOI:10.1371/journal.pntd.0004157.; Worasith C., Wangboon C., Duenngai K., Kiatsopit N., Kopolrat K., Techasen A. et al. Comparing the performance of urine and copro-antigen detection in evaluating Opisthorchis viverrini infection in communities with different transmission levels in Northeast Thailand. PLoS Negl. Trop. Dis. 2019;13(2):e0007186. DOI:10.1371/journal.pntd.0007186.; Kim J.G., Ahn C.S., Sripa B., Eom K.S., Kang I., Sohn W.M. et al. Clonorchis sinensis omega-class glutathione transferases are reliable biomarkers for serodiagnosis of clonorchiasis and opisthorchiasis. Clin. Microbiol. Infect. 2019;25(1):109. e1–109.e6. DOI:10.1016/j.cmi.2018.03.042.; Taron W., Jamnongkan W., Techasen A., Phetcharaburanin J., Namwat N., Sithithaworn P. et al. AuNPs-LISA, an efficient detection assay for Opisthorchis viverrini (Ov) antigen in urine. Talanta. 2020;209:120592. DOI:10.1016/j.talanta.2019.120592.; Guegan H., Fillaux J., Charpentier E., Robert-Gangneux F., Chauvin P., Guemas E. et al. Real-time PCR for diagnosis of imported schistosomiasis. PLoS Negl. Trop. Dis. 2019;13(9):e0007711. DOI:10.1371/journal.pntd.0007711.; Wang N., Tang B., Hao Y., Bai X., Wang X., Li Y. et al. Acute shock caused by Clonorchis sinensis infection: a case report. BMC. Infect Dis. 2019;19(1):1014. DOI:10.1186/s12879019-4644-5.; Lamaningao P., Kanda S., Laimanivong S., Shimono T., Darcy A.W., Phyaluanglath A. et al. Development of a PCR assay for diagnosing trematode (Opisthorchis and Haplorchis) infections in human stools. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2017;96(1):221–228. DOI:10.4269/ajtmh.16-0165.; Meng X., Jian-Hai Y., Sheng-Kui C., Jian-Ping C., Xiao-Fan Z., Yu-Juan S. Comparison of efficiency of Kato-Katz technique and PCR assay for detecting Clonorchis sinensis infection. Zhongguo Xue Xi Chong Bing Fang Zhi Za Zhi. 2019;31(2):165–168. (In Chinese). DOI:10.16250/j.32.1374.2018233.; Esiere R.K., Ibeneme E.O., Effanga E.O., Imalele E.E., Esiere M.K., Inyang-Etoh P.C. et al. Detecting Schistosoma haematobium infection by microscopy and polymerase chain reaction (PCR) in school children in three senatorial districts of Cross River State, Nigeria. J. Parasit. Dis. 2022;46(1):272– 279. DOI:10.1007/s12639-021-01446-2.; Meurs L., Brienen E., Mbow M., Ochola E.A., Mboup S., Karanja D.M. et al. Is PCR the next reference standard for the diagnosis of Schistosoma in stool? A comparison with microscopy in Senegal and Kenya. PLoS Negl. Trop. Dis. 2015;9(7):e0003959. DOI:10.1371/journal.pntd.0003959.; Pomari E., Perandin F., La Marca G., Bisoffi Z. Improved detection of DNA Schistosoma haematobium from eggs extracted by bead beating in urine. Parasitol. Res. 2019;118(2):683– 686. DOI:10.1007/s00436-018-6137-7.; Sun K., Xing W., Yu X., Fu W., Wang Y., Zou M. et al. Recombinase polymerase amplification combined with a lateral flow dipstick for rapid and visual detection of Schistosoma japonicum. Parasit. Vectors. 2016;9(1):476. DOI:10.1186/s13071-016-1745-5.; Cabada M.M., Malaga J.L., Castellanos-Gonzalez A., Bagwell K.A., Naeger P.A., Rogers H.K. et al. Recombinase polymerase amplification compared to real-time polymerase chain reaction test for the detection of Fasciola hepatica in human stool. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2017;96(2):341–346. DOI:10.4269/ajtmh.16-0601.; Frimpong M., Kyei-Tuffuor L., Fondjo L.A., Ahor H.S., Adjei-Kusi P., Maiga-Ascofare O. et al. Evaluation of a real-time recombinase polymerase amplification assay for rapid detection of Schistosoma haematobium infection in resource-limited setting. Acta. Trop. 2021;216:105847. DOI:10.1016/j.actatropica.2021.105847.; Lodh N., Mikita K., Bosompem K.M., Anyan W.K., Quartey J.K., Otchere J. et al. Point of care diagnosis of multiple schistosome parasites: Species-specific DNA detection in urine by loop-mediated isothermal amplification (LAMP). Acta. Trop. 2017;173:125–129. DOI:10.1016/j.actatropica.2017.06.015.; Rahman S.M.M., Song H.B., Jin Y., Oh J.K., Lim M.K., Hong S.T. et al. Application of a loop-mediated isothermal amplification (LAMP) assay targeting cox1 gene for the detection of Clonorchis sinensis in human fecal samples. PLoS Negl. Trop. Dis. 2017;11(10):e0005995. DOI:10.1371/journal.pntd.0005995.; Ghodsian S., Rouhani S., Fallahi S., Seyyedtabaei S.J., Taghipour N. Detection of spiked Fasciola hepatica eggs in stool specimens using LAMP technique. Iran. J. Parasitol. 2019;14(3):387–393.; Mesquita S.G., Neves F.G.D.S., Scholte R.G.C., Carvalho O.D.S., Fonseca C.T., Caldeira R.L. A loop-mediated isothermal amplification assay for Schistosoma mansoni detection in Biomphalaria spp. from schistosomiasis-endemic areas in Minas Gerais, Brazil. Parasit. Vectors. 2021;14(1):388. DOI:10.1186/s13071-021-04888-y.; Cheng G., Li X., Qin F., Xu R., Zhang Y., Liu J. et al. Functional analysis of the Frzb2 gene in Schistosoma japonicum. Vet. Res. 2019;50(1):108. DOI:10.1186/s13567-019-0716-1.; Pillay P., Downs J.A., Changalucha J.M., Brienen E.A.T, Ramarokoto C.E., Leutscher P.D.C. et al. Detection of Schistosoma DNA in genital specimens and urine: A comparison between five female African study populations originating from S. haematobium and/or S. mansoni endemic areas. Acta. Trop. 2020;204:105363. DOI:10.1016/j.actatropica.2020.105363.; Diab R.G., Mady R.F., Tolba M.M., Ghazala R.A. Urinary circulating DNA and circulating antigen for diagnosis of schistosomiasis mansoni: a field study. Trop. Med. Int. Health. 2019;24(3):371–378. DOI:10.1111/tmi.13193.; Schols R., Carolus H., Hammoud C., Mulero S., Mudavanhu A., Huyse T. A rapid diagnostic multiplex PCR approach for xenomonitoring of human and animal schistosomiasis in a ‘One Health’ context. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 2019;113(11):722–729. DOI:10.1093/trstmh/trz067.; Pumpa S., Phadungsil W., Grams R., Martviset P., Ruang-Areerate T., Mungthin M. et al. Improvement of a PCRbased method for the detection of Opisthorchis viverrini eggs in human stool samples by targeting internal transcribed spacer-2 (ITS-2), cytochrome oxidase subunit 1 (cox1), and cytochrome b (cyb). J. Parasit. Dis. 2021;45(2):474–478. DOI:10.1007/s12639-020-01329-y.; Ullah H., Arbab S., Khan M.I.U., Li K., Muhammad N., Suleman Qadeer A. et al. Circulating cell-free mitochondrial DNA fragment: A possible marker for early detection of Schistosoma japonicum. Infect. Genet. Evol. 2021;88:104683. DOI:10.1016/j.meegid.2020.104683.; Cnops L., Huyse T., Maniewski U., Soentjens P., Bottieau E., van Esbroeck M. et al. Acute schistosomiasis with a Schistosoma mattheei × Schistosoma haematobium hybrid species in a cluster of 34 travelers infected in South Africa. Clin. Infect. Dis. 2021;72(10):1693–1698. DOI:10.1093/cid/ciaa312.; Meningher T., Lerman G., Regev-Rudzki N., Gold D., Ben-Dov I.Z., Sidi Y. et al Schistosomal microRNAsiIsolated from extracellular vesicles in sera of infected patients: a new tool for diagnosis and follow-up of human schistosomiasis. J. Infect. Dis. 2017;215(3):378–386. DOI:10.1093/infdis/jiw539.; Mu Y., Cai P., Olveda R.M., Ross A.G., Olveda D.U., McManus D.P. Parasite-derived circulating microRNAs as biomarkers for the detection of human Schistosoma japonicum infection. Parasitology. 2020;147(8):889–896. DOI:10.1017/S0031182019001690.; Huang W., Gu M., Cheng W., Zhao Q.P., Ming Z., Dong H. Characteristics and function of cathepsin L3 from Schistosoma japonicum. Parasitol. Res. 2020;119(5):1619–1628. DOI:10.1007/s00436-020-06647-x.; Oyeyemi O.T., Corsini C.A., Gonçalves G., de Castro Borges W., Grenfell R.F.Q. Evaluation of schistosomula crude antigen (SCA) as a diagnostic tool for Schistosoma mansoni in low endemic human population. Sci. Rep. 2021;11(1):10530. DOI:10.1038/s41598-021-89929-3.; Halili S., Grant J.R., Pilotte N., Gordon C.A., Williams S.A. Development of a novel real-time polymerase chain reaction assay for the sensitive detection of Schistosoma japonicum in human stool. 2021;15(10):e0009877. DOI:10.1371/journal.pntd.0009877.; Wang H., Itoh S., Matsumoto Y., Nishie A., Kurihara T., Shimagaki T. et al. Surgically resected hepatic mass caused by fascioliasis. Clin. J. Gastroenterol. 2021;14(2):662–667. DOI:10.1007/s12328-021-01339-0.; Valluru B., Zhou Z., Sah D., Du W., Ali M.O., Adam A.A. et al. Analysis of CT characteristics in the diagnosis of Schistosoma japonicum associated appendicitis with clinical and pathological correlation: a diagnostic accuracy study. Jpn. J. Radiol. 2020;38(2):178–191. DOI:10.1007/s11604-019-00905-4.; Castillo-Fernández N.,Soriano-Pérez M.J.,Lozano-Serrano A.B., Sánchez-Sánchez J.C., Villarejo-Ordóñez A., Cuenca-Gómez J.A. et al. Usefulness of ultrasound in sub-saharan patients with a serological diagnosis of schistosomiasis. Infection. 2021;49(5):919–926. DOI:10.1007/s15010-021-01612-x.; Pershina A.G., Ivanov V.V., Efimova L.V., Shevelev O.B., Vtorushin S.V., Perevozchikova T.V. et al. Magnetic resonance imaging and spectroscopy for differential assessment of liver abnormalities induced by Opisthorchis felineus in an animal model. PLoS Negl. Trop. Dis. 2017;11(7):e0005778. DOI:10.1371/journal.pntd.0005778.; Lu C.Y., Zhao S., Wei Y. Cerebral schistosomiasis: MRI features with pathological correlation. Acta. Radiol. 2021;62(5):646–652. DOI:10.1177/0284185120934475.; Ebigbo A., Kahn M., Zellmer S., Messmann H. Advanced endoscopic imaging of colonic schistosomiasis. Endoscopy. 2021;53(7):E251–E252. DOI:10.1055/a-1252-2637.; Pereira C.L.D., Santos J.C., Arruda R.M., Rodrigues M.L., Siqueira E.S., Lemos R.S. et al. Evaluation of Schistosomiasis mansoni morbidity by hepatic and splenic elastography. Ultrasound Med. Biol. 2021;47(5):1235–1243. DOI:10.1016/j.ultrasmedbio.2021.01.022.; Sotillo J., Pearson M.S., Becker L., Mekonnen G.G., Amoah A.S., van Dam G. et al. In-depth proteomic characterization of Schistosoma haematobium: Towards the development of new tools for elimination. PLoS Negl. Trop. Dis. 2019;13(5):e0007362. DOI:10.1371/journal.pntd.0007362.; Sotillo J., Pearson M.S., Loukas A. Trematode genomics and proteomics. Adv. Exp. Med. Biol. 2019;1154:411–436. DOI:10.1007/978-3-030-18616-6_13.; Aksorn N., Roytrakul S., Kittisenachai S., Leelawat K., Chanvorachote P., Topanurak S. et al. Novel potential biomarkers for Opisthorchis viverrini infection and associated cholangiocarcinoma. In Vivo. 2018;32(4):871–878. DOI:10.21873/invivo.11321.; Reamtong O., Simanon N., Thiangtrongjit T., Limpanont Y., Chusongsang P., Chusongsang Y. et al. Proteomic analysis of adult Schistosoma mekongi somatic and excretory-secretory proteins. Acta. Trop. 2020;202:105247. DOI:10.1016/j.actatropica.2019.105247.; https://bulletin.ssmu.ru/jour/article/view/5144
-
11Academic Journal
Authors: Плотникова, Екатерина Юрьевна, Карбышева, Нина Валентиновна, Никонорова, Марина Анатольевна, Бесхлебова, Ольга Васильевна, Иванова, Мария Эдуардовна, Осипова, Ирина Владимировна, Синьков, Максим Алексеевич, Киушкина, Ирина Николаевна
Source: Bulletin of Medical Science; Vol. 32 No. 4 (2023): Bulletin of Medical Science; 94-104 ; Бюллетень медицинской науки; Том 32 № 4 (2023): Бюллетень медицинской науки; 94-104 ; 2541-8475
Subject Terms: хронический описторхоз, Opisthorchis felineus, вегетативная нервная система, парасимпатическая нервная система, симпатическая нервная система, вариабельность сердечного ритма, кардиоинтервалография, chronic opisthorchiasis, autonomic nervous system, parasympathetic nervous system, sympathetic nervous system, heart rate variability, cardiointervalography
File Description: application/pdf
Relation: https://newbmn.asmu.ru/bmn/article/view/639/528; https://newbmn.asmu.ru/bmn/article/view/639
-
12Academic Journal
Authors: Момот, Андрей Павлович, Кудинов, Алексей Владимирович, Карбышева, Нина Валентиновна, Бесхлебова, Ольга Васильевна, Никонорова, Марина Анатольевна, Иванова, Мария Эдуардовна, Трухина, Дина Анатольевна
Source: Bulletin of Medical Science; Vol. 32 No. 4 (2023): Bulletin of Medical Science; 16-24 ; Бюллетень медицинской науки; Том 32 № 4 (2023): Бюллетень медицинской науки; 16-24 ; 2541-8475
Subject Terms: хронический описторхоз, эндотелиальная дисфункция, внеклеточные везикулы, проточная цитофлюориметрия, chronic opisthorchiasis, endothelial dysfunction, extracellular vesicles, flow cytometry
File Description: application/pdf
Relation: https://newbmn.asmu.ru/bmn/article/view/628/517; https://newbmn.asmu.ru/bmn/article/view/628
-
13Academic Journal
Subject Terms: спарганоз, парагонимоз, паразитарные болезни глаз, тениаринхоз, телязиоз, паразиты, эхинококкоз, фасциолез, тениоз, описторхоз, паразитология, ветеринарная паразитология, офтальмиазы, протозоозы, ценуроз, дирофиляриозы
File Description: application/pdf
Access URL: https://elib.belstu.by/handle/123456789/52544
-
14Academic Journal
Authors: Цвирко, Л.С., Шилович, М.В., Лихота, В.Ю.
Source: Bulletin of Polessky State University. Series in Natural Sciences; No. 1 (2022); 20-31 ; Веснік Палескага дзяржаўнага універсітэта. Серыя прыродазнаўчых навук; № 1 (2022); 20-31 ; 2524-2326 ; 2078-5461
Subject Terms: описторхоз, дифиллоботриоз, распространение, Гомельская область, Брестская область, opisthorchosis, diphyllobothriasis, the spread of, Gomel Region, Brest Region
File Description: application/pdf
Relation: https://ojs.polessu.by/BPSUS2/article/view/1641/1356; https://ojs.polessu.by/BPSUS2/article/view/1641
Availability: https://ojs.polessu.by/BPSUS2/article/view/1641
-
15Academic Journal
Authors: Цвирко, Л.С., Астренков, А.В., Ярмош, В.В.
Source: Bulletin of Polessky State University. Series in Natural Sciences; No. 2 (2021); 54-63 ; Веснік Палескага дзяржаўнага універсітэта. Серыя прыродазнаўчых навук; № 2 (2021); 54-63 ; 2524-2326 ; 2078-5461
Subject Terms: описторхоз, дифиллоботриоз, гельминты, распространение, Гомельская область, opisthorchiasis, diphyllobothriosis, helminths, distribution, Gomel region
File Description: application/pdf
Relation: https://ojs.polessu.by/BPSUS2/article/view/1592/1324; https://ojs.polessu.by/BPSUS2/article/view/1592
Availability: https://ojs.polessu.by/BPSUS2/article/view/1592
-
16Academic Journal
-
17Academic Journal
Authors: Matsko, M. Y., Gaynetdinov, M. R., Gavrilova, K. A., Makeev, O. G., Мацко, М. Я., Гайнетдинов, М. Р., Гаврилова, К. А., Макеев, О. Г.
Source: Сборник статей
Subject Terms: PARASITE, DIROFILARIA, ECHINOCOCCOSIS, OPISTHORCHIASIS, TENIARINCHIASIS, ПАРАЗИТ, ДИРОФИЛЯРИЯ, ЭХИНОКОККОЗ, ОПИСТОРХОЗ, ТЕНИАРИНХОЗ
File Description: application/pdf
Relation: Актуальные вопросы современной медицинской науки и здравоохранения: Материалы VI Международной научно-практической конференции молодых учёных и студентов, посвященной году науки и технологий, (Екатеринбург, 8-9 апреля 2021): в 3-х т.; http://elib.usma.ru/handle/usma/6862
Availability: http://elib.usma.ru/handle/usma/6862
-
18Academic Journal
Authors: Rybka A.G.
Source: Russian Journal of Infection and Immunity; Vol 12, No 1 (2022); 172-178 ; Инфекция и иммунитет; Vol 12, No 1 (2022); 172-178 ; 2313-7398 ; 2220-7619
Subject Terms: Opisthorchis felineus, opisthorchis, invasion, chronic opisthorchiasis, immunobiological reactivity, immunological memory, memory cells, antigens, antibodies, immune complexes, genotype, genotypic properties, cholangiocytes, proliferation, microflora/ microbiota, primary/secondary bile acids, endogenous mutagens (carcinogens), somatic mutations, carcinogenesis, cholangiocarcinoma, cholangiocarcinogenesis, описторхи, инвазия, хронический описторхоз, иммунобиологическая реактивность, иммунологическая память, клетки памяти, антигены, антитела, иммунные комплексы
File Description: application/pdf
Relation: https://iimmun.ru/iimm/article/view/1737/1444; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1737/6733; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1737/6734; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1737/6735; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1737/6736; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1737/6737; https://iimmun.ru/iimm/article/view/1737
-
19Academic Journal
Authors: Grigoryeva S.A., Kosyreva A.N., Stepanova T.F., Stepanova K.B., Bakshtanovskaya I.V., Kalgina G.A., Kurlaeva L.V.
Source: Russian Journal of Infection and Immunity; Vol 11, No 1 (2021); 177-183 ; Инфекция и иммунитет; Vol 11, No 1 (2021); 177-183 ; 2313-7398 ; 2220-7619
Subject Terms: genes polymorphisms, chronic opistorchiasis, immune status, T-lymphocytes, B-lymphocytes, immunoglobulins, генетические полиморфизмы, хронический описторхоз, иммунный статус, Т-лимфоциты, В-лимфоциты, иммуноглобулины
File Description: application/pdf
Relation: https://iimmun.ru/iimm/article/view/1334/1181; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1334/4359; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1334/4360; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1334/4361; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1334/4362; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1334/4363; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1334/4364; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1334/4367; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1334/4368; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1334/4369; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1334/4370; https://iimmun.ru/iimm/article/downloadSuppFile/1334/5796; https://iimmun.ru/iimm/article/view/1334
-
20Academic Journal
Authors: A. A. Sidel'nikova, L. V. Nacheva
Source: Российский паразитологический журнал, Vol 40, Iss 2, Pp 192-196 (2019)
Subject Terms: вирусная геморрагическая болезнь, кролики, описторхоз, терапия, репчатый лук, viral hemorrhagic disease, rabbits, opisthorchiasis, therapy, allium cepa, Biology (General), QH301-705.5
File Description: electronic resource