ОЦЕНКА ЭФФЕКТИВНОСТИ МЕТОДОВ ТРАДИЦИОННОЙ И МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКОЙ ДИАГНОСТИКИ M. TUBERCULOSIS В СПИННОМОЗГОВОЙ ЖИДКОСТИ

Συγγραφείς: 1 Д.Алламуратова, 1 Н.Парпиева

Θεματικοί όροι: Туберкулёзный менингит, GenoType MTBDRplus (in vitro), mycobacterium tuberculosis, цереброспинальная жидкость, молекулярно-генетические методы, Xpert®MTB/RIF Ultra, MGIT, Левенштейна-Йенсена, культуральные методы

Оценка рисков биологических инвазий дендропатогенных организмов на территории Беларуси, пути их прогнозирования и контроля

Θεματικοί όροι: инвазивные дендропатогены, микромицеты, таксономический анализ, молекулярно-генетические методы идентификации, фитосанитарные риски, компьютерное моделирование

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Σύνδεσμος πρόσβασης: https://elib.belstu.by/handle/123456789/69380

Инвазивные дендропатогены в составе микобиоты национального парка 'Припятский'

Θεματικοί όροι: инвазивные дендропатогены, микромицеты, таксономический анализ, молекулярно-генетические методы идентификации, микобиота, дендропатогены

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Σύνδεσμος πρόσβασης: https://elib.belstu.by/handle/123456789/69089

Идентификация возбудителя стеблевого меланоза пшеницы Pseudomonas cichorii методом ПЦР в режиме «реального времени»

Πηγή: Вестник защиты растений, Vol 107, Iss 3 (2024)

Θεματικοί όροι: 0301 basic medicine, 0303 health sciences, 03 medical and health sciences, диагностика фитопатогенов, молекулярно-генетические методы идентификации, фитосанитарные требования, Plant culture, ПЦР-РВ, бактериозы зерновых культур, карантин растений, SB1-1110

Σύνδεσμος πρόσβασης: https://doaj.org/article/c9e0e622e999437ba8fa26e5f3d958c0

Оценка копийности ДНК-локусов, ассоциированных с анатомическими признаками древесины, плюсовых деревьев сосны обыкновенной

Θεματικοί όροι: анатомические особенности древесины, ДНК-локусы, сосна обыкновенная, лесная селекция, плюсовые деревья, копийность ДНК-локусов, молекулярно-генетические методы

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Σύνδεσμος πρόσβασης: https://elib.belstu.by/handle/123456789/65847

Molecular-Genetic Studiesin the Morphological Diagnosis of Tuberculosis

Πηγή: Рецепт. :701-708

Θεματικοί όροι: морфологическая диагностика, туберкулез, алгоритм диагностики, morphological diagnosis, tuberculosis, молекулярно-генетические методы, diagnostic algorithm, 3. Good health, molecular-genetic methods

CHOICE OF MODERN METHODS OF TREATMENT OF SEVERE ЛАБОРАТОРНАЯ ДИАГНОСТИКА ТУБЕРКУЛЕЗА

Θεματικοί όροι: Ключевые слова: туберкулез, микробактерия, микроскопия, полимеразная цепная реакция, культуральные методы, молекулярно-генетические методы, иммунологические методы

CHOICE OF MODERN METHODS OF TREATMENT OF SEVERE ЛАБОРАТОРНАЯ ДИАГНОСТИКА ТУБЕРКУЛЕЗА

Θεματικοί όροι: Ключевые слова: туберкулез, микробактерия, микроскопия, полимеразная цепная реакция, культуральные методы, молекулярно-генетические методы, иммунологические методы

Molecular genetic methods of analysis to identify the species affiliation of the raw material composition in food products

Συγγραφείς: E. A. Yurova, N. A. Zhizhin, S. A. Filchakova

Πηγή: Vestnik MGTU, Vol 23, Iss 3, Pp 214-223 (2020)

Θεματικοί όροι: 2. Zero hunger, milk, dairy products, мясная продукция, molecular genetic research methods, 04 agricultural and veterinary sciences, молекулярно-генетические методы исследования, General Works, 3. Good health, рыбная продукция, 0404 agricultural biotechnology, молоко, meat products, fish products, молочная продукция, 0405 other agricultural sciences

Σύνδεσμος πρόσβασης: https://doaj.org/article/1f8f06114434466595093b47218722a1
http://vestnik.mstu.edu.ru/show-eng.shtml?art=2068
https://aquadocs.org/handle/1834/41582

Исследование репарации двойных разрывов ДНК у Drosophila melanogaster методом секвенирования по Сэнгеру: выпускная квалификационная работа магистра

Θεματικοί όροι: репарация ДНК, molecular genetic analysis methods, повреждение ДНК, Sanger sequencing, Drosophila melanogaster, генетическая конструкция, genetic construct, DNA repair, DNA damage, секвенирование по Сэнгеру, молекулярно-генетические методы анализа

ЗЛОКАЧЕСТВЕННЫЕ МЕЛКОКРУГЛОКЛЕТОЧНЫЕ ОПУХОЛИ: ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА

Θεματικοί όροι: molecular genetic methods, small cell round cell tumors, immunohistochemistry, cytology, мелкоклеточные круглоклеточные опухоли, иммуногистохимия, молекулярно-генетические методы, цитология

ХОЗЯЙСТВЕННО-ПОЛЕЗНЫЕ ПРИЗНАКИ ОВЕЦ ПОРОДЫ СОВЕТСКИЙ МЕРИНОС В ЗАВИСИМОСТИ ОТ ДОМИНИРУЮЩЕЙ АЛЛЕЛИ ГЕНА ГОРМОНА РОСТА GH

Θεματικοί όροι: sheep, селекция, genotype, meat productivity, баранина, генетические методы, мясность, овцы, genetic methods, mutton, генотип, breeding, мясная продуктивность, Soviet merino, butchery, советский меринос

Development of an Integrated System for Molecular-Genetic Identification of Yersinia pestis Strains ; Разработка комплексной системы молекулярно-генетической идентификации штаммов Yersinia pestis

Συγγραφείς: K. A. Nikiforov, E. G. Oglodin, M. A. Makashova, A. N. Balykova, D. V. Utkin, L. M. Kukleva, G. A. Eroshenko, V. V. Kutyrev, К. А. Никифоров, Е. Г. Оглодин, М. А. Макашова, А. Н. Балыкова, Д. В. Уткин, Л. М. Куклева, Г. А. Ерошенко, В. В. Кутырев

Πηγή: Problems of Particularly Dangerous Infections; № 1 (2023); 126-131 ; Проблемы особо опасных инфекций; № 1 (2023); 126-131 ; 2658-719X ; 0370-1069

Θεματικοί όροι: идентификация штаммов, molecular-genetic methods, identification of strains, молекулярно-генетические методы

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1798/1368; Kutyrev V.V., Eroshenko G.A., Motin V.L., Nosov N.Y., Krasnov J.M., Kukleva L.M., Nikiforov K.A., Al’khova Z.V., Oglodin E.G., Guseva N.P. Phylogeny and classification of Yersinia pestis through the lens of strains from the plague foci of Commonwealth of Independent States. Front. Microbiol. 2018; 9:1106. DOI:10.3389/fmicb.2018.01106.; Achtman M., Zurth K., Morelli G., Torrea G., Guiyoule A., Carniel E. Yersinia pestis, the cause of plague, is a recently emerged clone of Yersinia pseudotuberculosis. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1999; 96(24):14043–8. DOI:10.1073/pnas.96.24.14043.; Morelli G., Song Y., Mazzoni C.J., Eppinger M., Roumagnac P., Wagner D.M., Feldkamp M., Kusecek B., Vogler A.J., Li Y., Cui Y., Thomson N.R., Jombart T., Leblois R., Lichtner P., Rahalison L., Petersen J.M., Balloux F., Keim P., Wirth T., Ravel J., Yang R., Carniel E., Achtman M. Yersinia pestis genome sequencing identifies patterns of global phylogenetic diversity. Nat. Genet. 2010; 42(12):1140–3. DOI:10.1038/ng.705.; Cui Y., Yu C., Yan Y., Li D., Li Y., Jombart T., Weinert L.A., Wang Z., Guo Z., Xu L., Zhang Y., Zheng H., Qin N., Xiao X., Wu M., Wang X., Zhou D., Qi Z., Du Z., Wu H., Yang X., Cao H., Wang H., Wang J., Yao S., Rakin A., Li Y., Falush D., Balloux F., Achtman M., Song Y., Wang J., Yang R. Historical variations in mutation rate in an epidemic pathogen, Yersinia pestis. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2013; 110(2):577–82. DOI:10.1073/pnas.1205750110.; Zhang Y., Luo T., Yang C., Yue X., Guo R., Wang X., Buren M., Song Y., Yang R., Cao H., Cui Y., Dai X. Phenotypic and molecular genetic characteristics of Yersinia pestis at an emerging natural plague focus, Junggar Basin, China. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2018; 98(1):231–7. DOI:10.4269/ajtmh.17-0195.; Shi L., Qin J., Zheng H., Guo Y., Zhang H., Zhong Y., Yang C., Dong S., Yang F., Wu Y., Zhao G., Song Y., Yang R., Wang P., Cui Y. New genotype of Yersinia pestis found in live rodents in Yunnan Province, China. Front. Microbiol. 2021; 12:628335. DOI:10.3389/fmicb.2021.628335.; Motin V.L., Georgescu A.M., Elliott J.M., Hu P., Worsham P.L., Ott L.L., Slezak T.R., Sokhansanj B.A., Regala W.M., Brubaker R.R., Garcia E. Genetic variability of Yersinia pestis isolates as predicted by PCR-based IS100 genotyping and analysis of structural genes encoding glycerol-3-phosphate dehydrogenase (glpD). J. Bacteriol. 2002; 184(4):1019–27. DOI:10.1128/jb.184.4.1019-1027.2002.; Soleimani V.D., Baum B.R., Johnson D.A. Efficient validation of single nucleotide polymorphisms in plants by allele-specific PCR, with an example from barley. Plant Mol. Biol. Rep. 2003; 21:281–8. DOI:10.1007/BF02772803.; Никифоров К.А., Оглодин Е.Г., Куклева Л.М., Ерошенко Г.А., Германчук В.Г., Девдариани З.Л., Кутырев В.В. Подвидовая дифференциация штаммов Yersinia pestis методом ПЦР с гибридизационно-флуоресцентным учетом результатов. Журнал микробиологии, эпидемиологии, иммунобиологии. 2017; 2:22–7. DOI:10.36233/0372-9311-2017-2-22-27.; Никифоров К.А., Уткин Д.В., Макашова М.А., Куклева Л.М., Ерошенко Г.А., Кутырев В.В. Конструирование системы мультиплексных ПЦР с гибридизационно-флуоресцентным учетом результатов на твердой подложке для индикации и идентификации штаммов возбудителя чумы. Биотехнология. 2020; 36(3):46–56. DOI:10.21519/0234-2758-2020-36-3-46-56.; Никифоров К.А., Оглодин Е.Г., Куклева Л.М., Макашова М.А., Балыкова А.Н., Ерошенко Г.А., Кутырев В.В. Конструирование системы аллель-специфической ПЦР в режиме реального времени для определения филогенетической принадлежности штаммов Yersinia pestis. Биотехнология. 2022; 38(3):82–91. DOI:10.56304/S0234275822030073.; https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1798

Διαθεσιμότητα: https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1798
https://doi.org/10.21055/0370-1069-2023-1-126-131

Advanced Molecular-Genetic Methods and Prospects for Their Application for the Indication and Identification of Yersinia pestis Strains ; Современные молекулярно-генетические методы и перспективы их применения для индикации и идентификации штаммов Yersinia pestis

Συγγραφείς: K. A. Nikiforov, К. А. Никифоров

Πηγή: Problems of Particularly Dangerous Infections; № 4 (2022); 29-40 ; Проблемы особо опасных инфекций; № 4 (2022); 29-40 ; 2658-719X ; 0370-1069

Θεματικοί όροι: молекулярно-генетические методы, molecular-genetic methods

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1758/1343; Онищенко Г.Г., Смоленский В.Ю., Ежлова Е.Б., Демина Ю.В., Топорков В.П., Топорков А.В., Ляпин М.Н., Кутырев В.В. Концептуальные основы биологической безопасности. Часть 1. Вестник Российской академии медицинских наук. 2013; 10:4–13.; Онищенко Г.Г., Кутырев В.В., Кривуля С.Д., Федоров Ю.М., Топорков В.П. Стратегия борьбы с инфекционными болезнями и санитарная охрана территорий в современных условиях. Проблемы особо опасных инфекций. 2006; 2:5–9.; Ерошенко Г.А., Краснов Я.М., Носов Н.Ю., Куклева Л.М., Никифоров К.А., Оглодин Е.Г., Кутырев В.В. Совершенствование подвидовой классификации Yersinia pestis на основе данных полногеномного секвенирования штаммов из России и сопредельных государств. Проблемы особо опасных инфекций. 2015; 4:58–64. DOI:10.21055/0370-1069-2015-4-58-64.; Kutyrev V.V., Eroshenko G.A., Motin V.L., Nosov N.Y., Krasnov J.M., Kukleva L.M., Nikiforov K.A., Al’khova Z.V., Oglodin E.G., Guseva N.P. Phylogeny and classification of Yersinia pestis through the lens of strains from the plague foci of Commonwealth of Independent States. Front. Microbiol. 2018; 9:1106. DOI:10.3389/fmicb.2018.01106.; Никифоров К.А., Морозов О.А., Носов Н.Ю., Куклева Л.М., Ерошенко Г.А., Кутырев В.В. Популяционная структура, таксономия и генетические особенности штаммов Yersinia pestis центральноазиатского подвида. Генетика. 2018; 54(10):1125–35. DOI:10.1134/S0016675818100107.; Cui Y., Yu C., Yan Y., Li D., Li Y., Jombart T., Weinert L.A., Wang Z., Guo Z., Xu L., Zhang Y., Zheng H., Qin N., Xiao X., Wu M., Wang X., Zhou D., Qi Z., Du Z., Wu H., Yang X., Cao H., Wang H., Wang J., Yao S., Rakin A., Li Y., Falush D., Balloux F., Achtman M., Song Y., Wang J., Yang R. Historical variations in mutation rate in an epidemic pathogen, Yersinia pestis. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2013; 110(2):577–82. DOI:10.1073/pnas.1205750110.; Платонов М.Е., Евсеева В.В., Дентовская С.В., Анисимов А.П. Молекулярное типирование Yersinia pestis. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2013; 2:3–12.; Zhang Y., Luo T., Yang C, Yue X., Guo R., Wang X., Buren M., Song Y., Yang R., Cao H., Cui Y., Dai X. Phenotypic and molecular genetic characteristics of Yersinia pestis at an emerging natural plague focus, Junggar Basin, China. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2018; 98(1):231–7. DOI:10.4269/ajtmh.17-0195.; Wang P., Shi L., Zhang F., Guo Y., Zhang Z., Tan H., Cui Z., Ding Y., Liang Y., Liang Y., Yu D., Xu J., Li W., Song Z. Ten years of surveillance of the Yulong plague focus in China and the molecular typing and source tracing of the isolates. PLoS Negl. Trop. Dis. 2018; 12(3):e0006352. DOI:10.1371/journal.pntd.0006352.; Nour El-Din H.T., Yassin A.S., Ragab Y.M., Hashem A.M. Phenotype-genotype characterization and antibiotic-resistance correlations among colonizing and infectious methicillin-resistant Staphylococcus aureus recovered from intensive care units. Infect. Drug. Resist. 2021; 14:1557–71. DOI:10.2147/IDR.S296000.; Jolley K.A., Maiden M.C. Using multilocus sequence typing to study bacterial variation: prospects in the genomic era. Future Microbiol. 2014; 9(5):623–30. DOI:10.2217/fmb.14.24.; Grissa I., Vergnaud G., Pourcel C. Clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPRs) for the genotyping of bacterial pathogens. Methods Mol. Biol. 2009; 551:105–16. DOI:10.1007/978-1-60327-999-4_9.; Spyrou M.A., Keller M., Tukhbatova R.I., Scheib C.L., Nelson E.A., Andrades Valtueña A., Neumann G.U., Walker D., Alterauge A., Carty N., Cessford C., Fetz H., Gourvennec M., Hartle R., Henderson M., von Heyking K., Inskip S.A., Kacki S., Key F.M., Knox E.L., Later C., Maheshwari-Aplin P., Peters J., Robb J.E., Schreiber J., Kivisild T., Castex D., Lösch S., Harbeck M., Herbig A., Bos K.I., Krause J. Phylogeography of the second plague pandemic revealed through analysis of historical Yersinia pestis genomes. Nat. Commun. 2019; 10(1):4470. DOI:10.1038/s41467-019-12154-0.; Chen F., Ye J., Liu W., Chio C., Wang W., Qin W. Knockout of a highly GC-rich gene in Burkholderia pyrrocinia by recombineering with freeze-thawing transformation. Mol. Plant Pathol. 2021; 22(7):843–57. DOI:10.1111/mpp.13058.; Yang S., Yuan Z.J., Zhu Y.H., Chen X., Wang W. lncRNA PVT1 promotes cetuximab resistance of head and neck squamous cell carcinoma cells by inhibiting miR-124-3p. Head Neck. 2021; 43(9):2712–23. DOI:10.1002/hed.26742.; Mortazavipour M.M., Shahbazi S., Mahdian R. Detection of paternal IVS-II-1 (G>A) (HBB: c.315+1G>A) mutation in cell-free fetal DNA using COLD-PCR assay. Hemoglobin. 2020; 44(3):168–73. DOI:10.1080/03630269.2020.1768864.; Kane S.R., Shah S.R., Alfaro T.M. Development of a rapid viability polymerase chain reaction method for detection of Yersinia pestis. J. Microbiol. Methods. 2019; 162:21–7. DOI:10.1016/j.mimet.2019.05.005.; Siggillino A., Ulivi P., Pasini L., Reda M.S., Chiadini E., Tofanetti F.R., Baglivo S., Metro G., Crinó L., Delmonte A., Minotti V., Roila F., Ludovini V. Detection of EGFR mutations in plasma cell-free tumor DNA of TKI-treated advanced-NSCLC patients by three methodologies: Scorpion-ARMS, PNAClamp, and Digital PCR. Diagnostics (Basel). 2020; 10(12):1062. DOI:10.3390/diagnostics10121062.; Schneider R., Lamien-Meda A., Auer H., Wiedermann-Schmidt U., Chiodini P.L., Walochnik J. Validation of a novel FRET real-time PCR assay for simultaneous quantitative detection and discrimination of human Plasmodium parasites. PLoS One. 2021; 16(6):e0252887. DOI:10.1371/journal.pone.0252887.; Sherrill-Mix S., Hwang Y., Roche A.M., Glascock A., Weiss S.R., Li Y., Haddad L., Deraska P., Monahan C., Kromer A., Graham-Wooten J., Taylor L.J., Abella B.S., Ganguly A., Collman R.G., Van Duyne G.D., Bushman F.D. Detection of SARS-CoV-2 RNA using RT-LAMP and molecular beacons. Genome Biol. 2021; 22(1):169. DOI:10.1186/s13059-021-02387-y.; Никифоров К.А., Куклева Л.М., Ситмбетов Д.А., Осина Н.А., Ерошенко Г.А., Кутырев В.В. Конструирование набора реагентов «ГенПест-подвид/алтай-РГ Ф». Проблемы особо опасных инфекций. 2021; 4:90–5. DOI:10.21055/0370-1069-2021-4-90-95.; Thomas M.C., Janzen T.W., Huscyzynsky G., Mathews A., Amoako K.K. Development of a novel multiplexed qPCR and Pyrosequencing method for the detection of human pathogenic yersiniae. Int. J. Food. Microbiol. 2017; 257:247–53. DOI:10.1016/j.ijfoodmicro.2017.06.019.; Newton C.R., Graham A., Heptinstall L.E., Powell S.J., Summers C., Kalsheker N., Smith J.C., Markham A.F. Analysis of any point mutation in DNA. The amplification refractory mutation system (ARMS). Nucleic Acids Res. 1989; 17(7):2503–16. DOI:10.1093/nar/17.7.2503.; Cai L., Kong F., Jelfs P., Gilbert G.L., Sintchenko V. Rolling circle amplification and multiplex allele-specific PCR for rapid detection of katG and inhA gene mutations in Mycobacterium tuberculosis. Int. J. Med. Microbiol. 2009; 299(8):574–81. DOI:10.1016/j.ijmm.2009.05.006.; Vogler A.J., Driebe E.M., Lee J., Auerbach R.K., Allender C.J., Stanley M., Kubota K., Andersen G.L., Radnedge L., Worsham P.L., Keim P., Wagner D.M. Assays for the rapid and specific identification of North American Yersinia pestis and the common laboratory strain CO92. Biotechniques. 2008; 44(2):201, 203–204, 207. DOI:10.2144/000112815.; Sano T., Smith C.L., Cantor C.R. Immuno-PCR: very sensitive antigen detection by means of specific antibody-DNA conjugates. Science. 1992; 258(5079):120–2. DOI:10.1126/science.1439758.; Jayathilake C., Nemoto N. cDNA Display-mediated immuno-PCR (cD-IPCR): An ultrasensitive immunoassay for biomolecular detection. Methods Mol Biol. 2021; 2261:307–21. DOI:10.1007/978-1-0716-1186-9_19.; Malou N., Tran T.N., Nappez C., Signoli M., Le Forestier C., Castex D., Drancourt M., Raoult D. Immuno-PCR – a new tool for paleomicrobiology: the plague paradigm. PLoS One. 2012; 7(2):e31744. DOI:10.1371/journal.pone.0031744.; Adessi C., Matton G., Ayala G., Turcatti G., Mermod J.J., Mayer P., Kawashima E. Solid phase DNA amplification: characterization of primer attachment and amplification mechanisms. Nucleic Acids Res. 2000; 28(20):E87. DOI:10.1093/nar/28.20.e87.; Notomi T., Okayama H., Masubuchi H., Yonekawa T., Watanabe K., Amino N., Hase T. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Res. 2000; 28(12):E63. DOI:10.1093/nar/28.12.e63.; Singh R., Pal V., Tripathi N.K., Goel A.K. Development of a pair of real-time loop mediated isothermal amplification assays for detection of Yersinia pestis, the causative agent of plague. Mol. Cell Probes. 2020; 54:101670. DOI:10.1016/j.mcp.2020.101670.; Jin J., Duan L., Fu J., Chai F., Zhou Q., Wang Y., Shao X., Wang L., Yan M., Su X., Zhang Y., Pan J., Chen J. A real-time LAMP-based dual-sample microfluidic chip for rapid and simultaneous detection of multiple waterborne pathogenic bacteria from coastal waters. Anal. Methods. 2021; 13(24):2710–21. DOI:10.1039/d1ay00492a.; Liu W., Dong D., Yang Z., Zou D., Chen Z., Yuan J., Huang L. Polymerase spiral reaction (PSR): A novel isothermal nucleic acid amplification method. Sci. Rep. 2015; 5:12723. DOI:10.1038/srep12723.; Mayboroda O., Gonzalez Benito A., Sabaté del Rio J., Svobodova M., Julich S., Tomaso H., O’Sullivan C.K., Katakis I. Isothermal solid-phase amplification system for detection of Yersinia pestis. Anal. Bioanal. Chem. 2016; 408(3):671–6. DOI:10.1007/s00216-015-9177-1.; Shi L., Yang G., Zhang Z., Xia L., Liang Y., Tan H., He J., Xu J., Song Z., Li W., Wang P. Reemergence of human plague in Yunnan, China in 2016. PLoS One. 2018; 13(6):e0198067. DOI:10.1371/journal.pone.0198067.; Zasada A.A., Zacharczuk K., Formińska K., Wiatrzyk A., Ziółkowski R., Malinowska E. Isothermal DNA amplification combined with lateral flow dipsticks for detection of biothreat agents. Anal. Biochem. 2018; 560:60–6. DOI:10.1016/j.ab.2018.09.008.; Kortli S., Jauset-Rubio M., Tomaso H., Abbas M.N., Bashammakh A.S., El-Shahawi M.S., Alyoubi A.O., Ben-Ali M., O’Sullivan C.K. Yersinia pestis detection using biotinylated dNTPs for signal enhancement in lateral flow assays. Anal. Chim. Acta. 2020; 1112:54–61. DOI:10.1016/j.aca.2020.03.059.; Müller K., Daßen S., Holowachuk S., Zwirglmaier K., Stehr J., Buersgens F., Ullerich L., Stoecker K. Pulse-Controlled Amplification – A new powerful tool for on-site diagnostics under resource limited conditions. PLoS Negl. Trop. Dis. 2021; 15(1):e0009114. DOI:10.1371/journal.pntd.0009114.; Cunningham C.H., Hennelly C.M., Lin J.T., Ubalee R., Boyce R.M., Mulogo E.M., Hathaway N., Thwai K.L., Phanzu F., Kalonji A., Mwandagalirwa K., Tshefu A., Juliano J.J., Parr J.B. A novel CRISPR-based malaria diagnostic capable of Plasmodium detection, species differentiation, and drug-resistance genotyping. EBioMedicine. 2021; 68:103415. DOI:10.1016/j.ebiom.2021.103415.; Schermer B., Fabretti F., Damagnez M., Di Cristanziano V., Heger E., Arjune S., Tanner N.A., Imhof T., Koch M., Ladha A., Joung J., Gootenberg J.S., Abudayyeh O.O., Burst V., Zhang F., Klein F., Benzing T., Müller R.U. Rapid SARS-CoV-2 testing in primary material based on a novel multiplex RT-LAMP assay. PLoS One. 2020; 15(11):e0238612. DOI:10.1371/journal.pone.0238612.; Савватеева Е.Н., Дементьева Е.И., Цыбульская М.В., Осипова Т.В., Рябых Т.П., Турыгин А.Ю., Юрасов Р.А., Заседателев А.С., Рубина А.Ю. Биологический микрочип для одновременного количественного иммунологического анализа маркеров онкологических заболеваний в сыворотке крови человека. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2009; 6:679–83.; Jiang D., Tian Y., Zhang Y., Lu X., Xiao D., Zhou C. Onestep fast and label-free imaging array for multiplexed detection of trace avian influenza viruses. Anal. Chim. Acta. 2021; 1171:338645. DOI:10.1016/j.aca.2021.338645.; Srinivasan V., Stedtfeld R.D., Tourlousse D.M., Baushke S.W., Xin Y., Miller S.M., Pham T., Rouillard J.M., Gulari E., Tiedje J.M., Hashsham S.A. Diagnostic microarray for 14 water and foodborne pathogens using a flatbed scanner. J. Microbiol. Methods. 2017; 139:15–21. DOI:10.1016/j.mimet.2017.04.009.; Никифоров К.А., Уткин Д.В., Макашова М.А., Куклева Л.М., Ерошенко Г.А., Кутырев В.В. Конструирование системы мультиплексных ПЦР с гибридизационно-флуоресцентным учетом результатов на твердой подложке для индикации и идентификации штаммов возбудителя чумы. Биотехнология. 2020; 36(3):46–56. DOI:10.21519/0234-2758-2020-36-3-46-56.; Famulok M. Allosteric aptamers and aptazymes as probes for screening approaches. Curr. Opin. Mol. Ther. 2005; 7(2):137‒43.; Ellington A.D., Szostak J.W. In vitro selection of RNA molecules that bind specific ligands. Nature. 1990; 346(6287):818‒22. DOI:10.1038/346818a0.; Jeddi I., Saiz L. Computational design of single-stranded DNA hairpin aptamers immobilized on a biosensor substrate. Sci. Rep. 2021; 11(1):10984. DOI:10.1038/s41598-021-88796-2.; Duanghathaipornsuk S., Reaver N.G.F., Cameron B.D., Kim D.S. Adsorption kinetics of glycated hemoglobin on aptamer microarrays with antifouling surface modification. Langmuir. 2021; 37(15):4647–57. DOI:10.1021/acs.langmuir.1c00446.; Jalali T., Salehi-Vaziri M., Pouriayevali M.H., Gargari S.L.M. Aptamer based diagnosis of Crimean-Congo hemorrhagic fever from clinical specimens. Sci. Rep. 2021; 11(1):12639. DOI:10.1038/s41598-021-91826-8.; Qlark L.C. Jr. Monitor and control of blood and tissue oxygen tensions. ASAIO J. 1956; 2(1):41–8.; Hong C.A., Park J.C., Na H., Jeon H., Nam Y.S. Short DNA-catalyzed formation of quantum dot-DNA hydrogel for enzymefree femtomolar specific DNA assay. Biosens Bioelectron. 2021; 182:113110. DOI:10.1016/j.bios.2021.113110.; Born F., Braun P., Scholz H.C., Grass G. Specific detection of Yersinia pestis based on receptor binding proteins of phages. Pathogens. 2020; 9(8):611. DOI:10.3390/pathogens9080611.; Liu X., Wang L., Zhao J., Zhu Y., Yang J., Yang F. Enhanced binding efficiency of microcantilever biosensor for the detection of Yersinia. Sensors (Basel). 2019; 19(15):3326. DOI:10.3390/s19153326.; Seeman N.C. Nucleic acid junctions and lattices. J. Theor. Biol. 1982; 99(2):237–47. DOI:10.1016/0022-5193(82)90002-9.; Rothemund P.W. Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns. Nature. 2006; 440(7082):297–302. DOI:10.1038/nature04586.; Raveendran M., Lee A.J., Sharma R., Wälti C., Actis P. Rational design of DNA nanostructures for single molecule biosensing. Nat. Commun. 2020; 11(1):4384. DOI:10.1038/s41467-020-18132-1.; Ochmann S.E., Vietz C., Trofymchuk K., Acuna G.P., Lalkens B., Tinnefeld P. Optical nanoantenna for single moleculebased detection of Zika virus nucleic acids without molecular multiplication. Anal. Chem. 2017; 89(23):13000–7. DOI:10.1021/acs.analchem.7b04082.; Yang B., Zhang Z., Yang C., Wang Y., Orr M.C., Hongbin W., Zhang A.B. Identification of species by combining molecular and morphological data using convolutional neural networks. Syst. Biol. 2022; 71(3):690–705. DOI:10.1093/sysbio/syab076.; https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1758

Διαθεσιμότητα: https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1758
https://doi.org/10.21055/0370-1069-2022-4-29-40

Идентификация HLA-фенотипа человека молекулярно-генетическими методами

Συγγραφείς: Торчило, М.В.

Θεματικοί όροι: трансплантология, молекулярно-генетические методы, HLA-фенотип человека

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://rep.polessu.by/handle/123456789/34408

Διαθεσιμότητα: https://rep.polessu.by/handle/123456789/34408

Основы иммуноанализа : учебное пособие

Συνεισφορές: Мочульская, Н. Н.

Θεματικοί όροι: ИММУНОАНАЛИЗ, ИММУНОРЕАГЕНТЫ, ИММУНОХИМИЯ, ИММУНОХИМИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ АНАЛИЗА, УЧЕБНЫЕ ПОСОБИЯ, БИОТЕХНОЛОГИЯ, МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ АНАЛИЗА

Περιγραφή αρχείου: applictaion/pdf

Σύνδεσμος πρόσβασης: http://elar.urfu.ru/handle/10995/106083

Improvement of Approaches to the Verification of the Vaccine Strain Francisella tularensis 15 NIIEG during Long-Term Storage ; Совершенствование подходов по верификации вакцинного штамма Francisella tularensis 15 НИИЭГ в процессе длительного хранения

Συγγραφείς: L. V. Sayapina, N. A. Osina, E. A. Naryshkina, A. V. Fedorov, Ya. M. Krasnov, D. S. Davydov, V. P. Bondarev, Л. В. Саяпина, Н. А. Осина, Е. А. Нарышкина, А. В. Федоров, Я. М. Краснов, Д. С. Давыдов, В. П. Бондарев

Συνεισφορές: Работа выполнена в рамках государственного задания ФГБУ НЦЭСМП Минздрава России № 056-00001-22-00 на проведение прикладных исследований (номер государственного учета НИР 121022000147-4)

Πηγή: Problems of Particularly Dangerous Infections; № 3 (2022); 137-144 ; Проблемы особо опасных инфекций; № 3 (2022); 137-144 ; 2658-719X ; 0370-1069

Θεματικοί όροι: молекулярно-генетические методы, phenotypic and genetic properties, molecular-genetic methods, фенотипические и генетические свойства

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1735/1330; Гайский Н.А., Эльберт Б.Я. О механизме инфекции и иммунитета при экспериментальной туляремии. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунологии. 1941; 12:37–42.; Гайский Н.А., Хижинская О.П. Первые итоги применения живой туляреминой вакцины. Известия Иркутского государственного противочумного института Сибири и Дальнего Востока. 1946; 6:10–5.; Сиротюк Л.В. Биологические свойства туляремийных вакцинных штаммов НИИЭГ. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунологии. 1964; 10:116–20.; Олсуфьев Н.Г., Емельянова О.С., Угловой Г.П., Салтыков Р.А., Сиротюк Л.В., Сильченко В.С., Капцын М.С., Левачева З.А., Кочуркова С.А., Бобылкова Т.В., Баранчиков В.Д., Веденеева Е.В., Егорова Л.С., Иванов В.С., Баранова Н.К., Денисова В.Д., Шельмовер Р.С., Хомутова Н.В., Куцерыб Г.Г., Панышева М.Д., Пелехова К.И., Красицкая З.И., Назарова М.Г., Красникова Е.И., Штучная A.A., Владимирова A.И., Коржева В.С. Сравнительное испытание на людях вариантов вакцинного туляремийного штамма 15 Гайского. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунологии. 1971; 5:55–7.; Олсуфьев Н.Г. Итоги и перспективы изучения и применения в СССР живой туляремийной вакцины. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунологии. 1967; 5:3–10.; Pasetti M.F., Cuberos L., Horn T.L., Shearer J.D., Matthews S.J., House R.V., Sztein M.B. An improved Francisella tularensis live vaccine strain (LVS) is well tolerated and highly immunogenic when administered to rabbits in escalating doses using various immunization routes. Vaccine. 2008; 26(14):1773–85.; Barry E.M., Cole L.E., Santiago A.E. Vaccines against tularemia. Hum. Vaccin. 2009; 5(12):832–8. DOI:10.4161/hv.10297.; Marohn M.E., Barry E.M. Live attenuated tularemia vaccines: recent developments and future goals. Vaccine. 2013; 31(35):3485–91. DOI:10.1016/j.vaccine.2013.05.096.; Саяпина Л.В., Бондарев В.П., Олефир Ю.В. Современное состояние вакцинопрофилактики особо опасных инфекций. Проблемы особо опасных инфекций. 2016; 2:107–10. DOI:10.21055/0370-1069-2016-2-107-110.; WHO Technical Report Series No. 927. WHO Expert Committee On Biological Standardization (54th report). Geneva, 2005. [Электронный ресурс]. URL: https://www.who.int/publications/i/item/9241209275.; de la Puente-Redondo V.A., del Blanco N.G., Gutiérrez-Martín C.B. García-Peña F.J., Rodríguez Ferri E.F. Comparison of different PCR approaches for typing of Francisella tularensis strains. J. Clin. Microbiol. 2000; 38(3):1016–22. DOI:10.1128/JCM.38.3.1016-1022.2000.; Sunagar R., Kumar S., Franz B.J., Gosselin E.J. Tularemia vaccine development: paralysis or progress? Vaccine (Auckl). 2016; 6:9–23. DOI:10.2147/VDT.S85545.; Reed D.S., Smith L.P., Cole K.S., Santiago A.E., Mann B.J., Barry E.M. Live attenuated mutants of Francisella tularensis protect rabbits against aerosol challenge with a virulent type A strain. Infect. Immun. 2014; 82(5):2098–105. DOI:10.1128/IAI.01498-14.; WHO good manufacturing practices for biological products, Annex 2, TRS No. 999. [Электронный ресурс]. URL: https://www.who.int/publications/m/item/annex-2-trs-no-999-WHO-gmpfor-biological-products.; Руководства ICH для фармацевтической отрасли. Качество. СПб.: ЦОП «Профессия»; 2017. 768 с.; Государственная фармакопея Российской Федерации. ХIV изд. М.; 2018.; Соловьев Е.А., Саяпина Л.В., Осина Н.А., Давыдов Д.С., Бондарев В.П. Характеристика фенотипических и генетических свойств вакцинного штамма Francisella tularensis 15 НИИЭГ с длительными сроками хранения. Проблемы особо опасных инфекций. 2015; 4:91–5. DOI:10.21055/0370-1069-20152-91-95.; Саяпина Л.В., Соловьев Е.А., Горяев А.А., Бондарев В.П. Изучение иммунобиологических свойств вакцинного штамма Francisella tularensis 15 НИИЭГ в условиях длительного хранения. Проблемы особо опасных инфекций. 2015; 2:87–91. DOI:10.21055/0370-1069-2015-2-87-91.; Саяпина Л.В., Хорева И.И., БайдаловаН.П., Горяев А.А., Давыдов Д.С., Поступайло В.Б., Меркулов В.А. Оценка остаточной вирулентности вакцинного штамма Francisella tularensis 15 НИИЭГ по данным многолетних наблюдений. Проблемы особо опасных инфекций. 2018; 1:98–102. DOI:10.21055/0370-10692018-1-98-102.; Мещерякова И.С. Туляремия: современная эпидемиология и вакцинопрофилактика (к 80-летию создания первой туляремийной лаборатории в России). Эпидемиология и вакцинопрофилактика. 2010; 2:17–22.; Избанова У.А., Куница Т.Н., Лухнова Л.Ю. Достижения в области специфической профилактики туляремии. Medicine (Almaty). 2016; 10:49–59.; Stinson E., Smith L.P., Cole K.S., Barry E.M., Reed D.S. Respiratory and oral vaccination improves protection conferred by the live vaccine strain against pneumonic tularemia in the rabbit model. Pathog. Dis. 2016; 74(7):ftw079. DOI:10.1093/femspd/ftw079.; O’Malley K.J., Bowling J.D., Stinson E., Cole K.S., Mann B.J., Namjoshi P., Hazlett K.R.O., Barry E.M., Reed D.S. Aerosol prime-boost vaccination provides strong protection in outbred rabbits against virulent type A Francisella tularensis. PLoS One. 2018; 13(10):e0205928. DOI:10.1371/journal.pone.0205928.; Svensson K., Larsson P., Johansson D., Byström M., Forsman M., Johansson A. Evolution of subspecies of Francisella tularensis. J. Bacteriol. 2005; 187(11):3903–8. DOI:10.1128/JB.187.11.3903-3908.2005.; Нарышкина Е.А., Краснов Я.М., Альхова Ж.В., Баданин Д.В., Осин А.В., Ляшова О.Ю., Саяпина Л.В., Бондарев В.П., Меркулов В.А., Олефир Ю.В., Кутырев В.В. Полногеномное секвенирование и филогенетический анализ вакцинного штамма Francisella tularensis 15 НИИЭГ. Проблемы особо опасных инфекций. 2020; 2:91–7. DOI:10.21055/0370-1069-2020-2-91-97.; Seemann T Snippy: fast bacterial variant calling from NGS reads. 2015. [Электронный ресурс]. URL: https://github.com/tseemann/snippy?ysclid=l8bilbj7rp802266956.; Shevtsov V., Kairzhanova A., Shevtsov A., Shustov A., Kalendar R., Abdrakhmanov S., Lukhnova L., Izbanova U., Ramankulov Y., Vergnaud G. Genetic diversity of Francisella tularensis subsp. holarctica in Kazakhstan. PLoS Negl. Trop. Dis. 2021; 15(5):e0009419. DOI:10.1371/journal.pntd.0009419.; Осина Н.А., Уткин Д.В., Сеничкина А.М., Бугоркова Т.В., Кутырев В.В. Набор штаммов бактерий вида Francisella tularensis для получения комплекта контрольных ДНК препаратов, комплект ДНК препаратов для генно-диагностических исследований. Патент РФ № 2443772, опубл. 27.02.2012. Бюл. № 6.; https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1735

Διαθεσιμότητα: https://journal.microbe.ru/jour/article/view/1735
https://doi.org/10.21055/0370-1069-2022-3-137-144

Моделирование процесса компаундирования с применением генетического метода

Συγγραφείς: Лось, Е. А.

Συνεισφορές: Долганов, Игорь Михайлович

Θεματικοί όροι: моделирование процесса, компаундирование, генетические методы, бензины, октановые числа

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Relation: info:eu-repo/grantAgreement/RSF//18-7300086; Химия и химическая технология в XXI веке : материалы XXI Международной научно-практической конференции студентов и молодых ученых имени выдающихся химиков Л. П. Кулёва и Н. М. Кижнера, посвященной 110-летию со дня рождения профессора А. Г. Стромберга, 21–24 сентября 2020 г., г. Томск; http://earchive.tpu.ru/handle/11683/63412

Διαθεσιμότητα: http://earchive.tpu.ru/handle/11683/63412

Detection of Mycobacterium tuberculosis in sputum in patients coinfected with HIV / tuberculosis by various methods (literature review)

Συγγραφείς: Viktorova I.B., Degtyareva S.Yu., Kulabukhova E.I., Beloborodova E.N., Zimina V.N.

Πηγή: Журнал инфектологии, Vol 10, Iss 2, Pp 30-38 (2018)
Jurnal Infektologii

Θεματικοί όροι: co-infection HIV/tuberculosis, Diagnostics of tuberculosis, Co-infection HIV/tuberculosis, co-infection hiv/tuberculosis, Infectious and parasitic diseases, RC109-216, 01 natural sciences, molecular-genetic methods for the detection of MTB DNA, smear microscopy, diagnostics of tuberculosis, 3. Good health, диагностика туберкулеза, метод микроскопии мазка, 03 medical and health sciences, Smear microscopy, 0302 clinical medicine, молекулярно-генетические методы диагностики туберкулеза, molecular-genetic methods for the detection of mtb dna, коинфекция ВИЧ/туберкулез, 0101 mathematics, Molecular-genetic methods for the detection of MTB DNA

Σύνδεσμος πρόσβασης: https://journal.niidi.ru/jofin/article/download/724/618
https://doaj.org/article/695164dfbc0648b5a8cf80c9379d2604
https://openrepository.ru/article?id=258114
https://openrepository.ru/article?id=246732
https://journal.niidi.ru/jofin/article/view/724
https://journal.niidi.ru/jofin/article/viewFile/724/618

STAGES OF FORENSIC MEDICINE EXAMINATION WITH THE USE OF MOLECULAR GENETIC METHODS WITH THE AIM OF PERSON IDENTIFICATION OF UNKNOWN CORPSES IN CASES OF MASSIVE DEATH OF PEOPLE WITH A KNOWN NUMBER OF VICTIMS

Συγγραφείς: Kryvda, Ruslan Hryhorovych, Lantsman, Iryna Volodymyrivna

Πηγή: Судебно-медицинская экспертиза; № 1 (2018); 10-16
Forensic-medical examination; № 1 (2018); 10-16
Судово-медична експертиза; № 1 (2018); 10-16

Θεματικοί όροι: идентификация личности, массовая гибель людей, ДНК, молекулярно-генетические методы, ідентифікація особи, масова загибель людей, молекулярно-генетичні методи, person identification, massive death of people, DNA, molecular genetic methods, 3. Good health

Περιγραφή αρχείου: application/pdf

Σύνδεσμος πρόσβασης: http://forensic.bsmu.edu.ua/article/download/2707-8728.1.2018.4/216440
http://forensic.bsmu.edu.ua/article/view/2707-8728.1.2018.4